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¿Por qué es común cultivar microalgas en botellas o botes?

¿Por qué es común cultivar microalgas en botellas o botes?


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Me encontré con muchas personas que cultivan tipos de microalgas Chlorella o Spirulina, dentro de botellas o botes y que también burbujean CO2 en estos contenedores de forma artificial.

Esta pregunta se compone básicamente de dos preguntas que aclararán lo que estoy tratando de entender:

  • ¿Por qué usan botellas o cualquier tipo de bote con forma de botella?
  • ¿Por qué introducen CO2 en la botella de forma artificial en los casos en que la botella no tiene corcho? Si la afirmación es que suficiente CO2 no podrá pasar por el cuello de la botella, ¿por qué cultivar las algas dentro de una botella / acuario en primer lugar, y no en una tina con exposición total al aire?

Realmente, el mérito de esta respuesta es de otro 'Homo sapien' del enlace del manual de Spirulina en su comentario.

¿Por qué usan botellas o cualquier tipo de bote con forma de botella?

Probablemente, porque son claros. Del manual:

La espirulina necesita luz solar por lo que es preferible que el recipiente en el que se cultiva sea transparente.

Las botellas de plástico son baratas, transparentes y fáciles de conseguir, por lo que son el material ideal.

¿Por qué introducen CO2 en la botella de forma artificial en caso de que la botella no tenga corcho?

No creo que los tubos de tu foto sean tubos de CO2. Más bien, apuesto a que son tubos de burbujas (como en los acuarios). Estos son necesarios para mantener el medio de crecimiento en constante movimiento. Nuevamente, del manual:

La espirulina tiende a acumularse en la parte superior del cultivo en crecimiento, donde la exposición a la luz solar es máxima. Debido a esto, la espirulina que no puede llegar a la cima no se multiplicará y finalmente morirá.

Para maximizar la exposición de la espirulina a la luz solar, el agua en la que se cultiva debe agitarse ...

Otra opción es una bomba, la más sencilla utilizada para acuarios. (énfasis mío)


¿Perspectivas florecientes?

Los mares pululan con ellos, una multitud inimaginable. Las algas son el sumidero de carbono más importante en la biosfera que los océanos del mundo secuestran anualmente 2 & # x000a0gigatoneladas de carbono a través de la absorción de dióxido de carbono en comparación con 1,4 gigatoneladas para la biosfera terrestre total. Sin embargo, de las aproximadamente 40 000 especies de algas que existen, pero una pequeña cantidad, tan sólo cinco o seis, son explotadas por los seres humanos. Esa minúscula fracción, sin embargo, equivale a un consumo de 5 & # x000a0billones de toneladas por año, principalmente algas marinas multicelulares verdes y verde-pardas, o & # x02018seaweed & # x02019. Los japoneses lo comen todos los días como & # x02018nori & # x02019, finas láminas de algas secas que envuelven los rollos de sushi y acompañan al desayuno tradicional. I ).

Pudines instantáneos
Helado
Sherberts
Chocolate
Queso
Mayonesa
Lociones
Crema de afeitar
Cauchos
Látex
Fertilizantes y suelo
aditivos

Estas macroalgas multicelulares proporcionan tres extractos principales: alginatos, carrageninas y agares, que son valorados por sus propiedades físicas, como espesantes, gelificantes, emulsionantes o filmógenos. Pero ahora ha llegado el momento de las microalgas, algas unicelulares azul verdosas y rojas que pueden cultivarse en vastos biorreactores fotosintéticos. Son apreciados por su valor micronutritivo, ya que contienen sustancias que quienes invierten en ellos creen que fortalecerán nuestro sistema inmunológico, combatirán el cáncer, nos protegerán de la radiación ultravioleta y tratarán dolencias articulares, por mencionar solo algunas aplicaciones. Otros han explorado su uso en la biorremediación & # x02014la eliminación de metales pesados ​​del suelo y el agua contaminados & # x02014 y algunos incluso han intentado cultivar microalgas en el CO2-Ricos gases de combustión de plantas industriales para utilizar la biomasa resultante como combustible. Pero, ¿es económicamente viable la producción en masa de microalgas en biorreactores autótrofos & # x02014 impulsados ​​por luz & # x02014?

Claramente, algunos creen que se debe a que han construido el fotobiorreactor cerrado más grande del mundo, que depende únicamente de la luz como fuente de energía, en las afueras de Kl & # x000f6tze en el norte de Alemania. Con una capacidad de 700 metros cúbicos y una superficie de más de una hectárea, la máquina verde alemana es 10 veces más grande que su competidor más cercano en Hawai. Su producto, Chlorella vulgaris, un alga unicelular azul verdosa, se destina principalmente a aditivos alimentarios y para piensos y cosméticos.

Pero una autoridad líder en microalgas, Michael Melkonian, profesor del Instituto Botánico de la Universidad de Colonia, cree que todavía hay algunos obstáculos que superar. & # x02018El mayor problema es cómo llevar la fuente de energía a las células. Para obtener & # x000a0luz en cada célula, se necesita una capa delgada de células que las plantas superiores resolvieron ese problema hace millones de años con la hoja. & # X02019 Melkonian cree que, aunque la producción de microalgas es ciertamente una búsqueda digna, los biorreactores actuales deben optimizarse antes pueden ser económicamente viables.

Esta es una mala noticia para Gottfried Mende, director de la planta de Kl & # x000f6tze, aunque sigue convencido del éxito de su empresa y, en particular, del valor de su producto & # x000a0. Están tan llenas de cosas buenas que & # x02018es posible existir únicamente en Chlorella vulgaris& # x02019 según Mende, & # x02018, pero & # x02019 no es muy divertido & # x02019, agregó con humor. Su empresa, & # x000d6kologische Produkte Altmark GmbH, ha apostado su futuro por la demanda del oro verde, que contiene más proteína por gramo de masa seca que la soja, y promete generar una gama de alimentos funcionales o de diseño. De hecho, el año pasado solo en Alemania se utilizaron hasta 350 toneladas de masa seca de microalgas, principalmente en aditivos alimentarios humanos y cosméticos, la planta de Kl & # x000f6tze produce 150 toneladas anuales en sus 500 km de tuberías con iluminación natural y vende su producto por 50 Euros por kg de masa seca. Sin embargo, a diferencia de la soja, no es por su valor proteico lo que Clorella es consumido por humanos y alimentado al ganado. Aunque el mecanismo no se comprende bien, una dosis diaria de 3 g de Chlorella vulgaris puede estimular el sistema inmunológico y hacerte sentir mejor, dice Mende, quien se toma una dosis todos los días.

El impulso que Clorella da al sistema inmunológico es probable que se deba a los polisacáridos de cadena ramificada, que se sabe que son antigénicos. Los beneficios cardiovasculares se derivan principalmente de los antioxidantes y los ácidos grasos omega insaturados. Estos son los mismos que se encuentran en algunos peces & # x02014 que los adquieren al comer algas. Los antioxidantes de las algas, como los carotenoides y los polifenoles complejos, absorben los radicales tóxicos y pueden proteger contra el cáncer, los rayos UV y la aterosclerosis. El público ahora puede comprar Mende & # x02019s marrón-verde Chlorella vulgaris tabletas en la farmacia local y agréguelas a su selección matutina de suplementos vitamínicos y minerales que promueven la salud y la vitalidad.

Lo que es bueno para el hombre también resulta bueno para las bestias. Las pruebas han demostrado que agregar 0.2 & # x00025 Chlorella vulgaris a la alimentación de pollos aumenta el peso de los animales en el momento del sacrificio en 10 & # x00025. Los pollos son generalmente más sanos y se benefician de una reducción de 16 & # x00025 en el colesterol. Aquí, el mercado de las microalgas se ha visto impulsado recientemente por las nuevas regulaciones de la CE que limitan el uso de antibióticos para piensos. Además, parecería que no existen riesgos para los seres humanos o el medio ambiente a causa de las microalgas, ya que han habitado la tierra durante miles de millones de años y han estado en la cadena alimentaria humana desde los albores de la humanidad.

Nuestra familiaridad histórica con las algas nos ha hecho inconscientes de su ubicuidad, piensa Otto Pulz del Institut f & # x000fcr Getreideverarbeitung GmbH cerca de Potsdam, Alemania: & # x02018 Creo que las algas ya son más públicas de lo que el público se da cuenta, & # x02019 comentó Pulz, quien trabaja en el desarrollo de fotobiorreactores y uso de extractos de microalgas en cosmética. La aceptación por parte de los consumidores de los productos de algas ha aumentado drásticamente en los últimos cinco años, según Pulz, quien es una figura clave en el desarrollo de la planta en Kl & # x000f6tze. Y debido a la enorme biodiversidad de los océanos, los bioingenieros solo necesitan mirar a la naturaleza para encontrar nuevos compuestos prometedores o vías bioquímicas. & # x02018La ingeniería genética en microalgas no es un objetivo real para el biotecnólogo & # x02019, como dijo Pulz. Las aplicaciones potenciales de los extractos de microalgas naturales aumentan casi a diario (Tabla & # x200B (Tabla II II).

Salud medicinal y general:
Estimulación de un sistema inmunológico vigoroso.
Tratamiento del síndrome del túnel carpiano
Tratamiento del dolor y la inflamación de las articulaciones.
Pigmentos fluorescentes para diagnóstico médico
Mejora de la recuperación muscular después del ejercicio.
Tratamiento de herpes labial
Tratamiento de alergias
Tratamiento para el cáncer
Mayor salud general en humanos y animales de granja.
& # x000a0
Profiláctico:
Prevención de enfermedades cardiovasculares
Prevención de cáncer
Hipertensión
protección UV

Los empresarios del otro lado del Atlántico también creen en la viabilidad económica de la producción de microalgas a gran escala. Si las microalgas se promocionan como el próximo aditivo alimentario funcional en Alemania, esto no puede ser nada comparado con la exageración que rodea a sus cualidades promotoras de la salud en los EE. UU. Con una ubicación idílica, el complejo frente al mar en Kailua-Kona, Hawaii, es la instalación de cultura abierta más grande del mundo. Verde esmeralda reluciente bajo el sol del Pacífico son 36 hectáreas de canales interconectados que contienen Spirulina pacifica, una microalga en espiral que prospera a pH 10 & # x0201311. La compañía es Cyanotech, y su director ejecutivo, Gerry Cysewski, ciertamente cree que está en un ganador. Spirulina Pacifica & # x000ae & # x02014 ahora una marca registrada & # x02014 se presenta como & # x02018a suplemento dietético rico en nutrientes & # x02026 & # x0005ba & # x0005d fuente altamente absorbible de betacaroteno natural, carotenoides mixtos y otros fitonutrientes, vitaminas B, gamma linolénico ácido (GLA), proteínas y aminoácidos esenciales. & # x02019 Sorprendentemente, esto también es cierto, pero puede ser una sorpresa para las culturas occidentales criadas con alimentos sintéticos que algo tan natural pueda ser bueno para usted. De hecho, según Cyanogen, & # x02018 se ha utilizado como una importante fuente de alimento durante siglos & # x02019.

Irónicamente, hemos redescubierto a través de la ciencia la sabiduría aceptada de que las plantas contienen una gran cantidad de cosas buenas. Sin embargo, las tabletas de color marrón difícilmente inspirarán al consumidor, por lo que Cyanotech las comercializa en atractivas botellas de colores. Aparentemente, seis tabletas de Spirulina (0.5 g cada una) proporcionan los nutrientes esenciales de 5 & # x020137 porciones de frutas y verduras recomendadas por las sociedades del corazón y el cáncer de EE. UU. Para agregar peso a sus supuestos beneficios para la salud, Espirulina Recientemente se ha demostrado que aumenta la capacidad de matar tumores de las células asesinas naturales y el interferón gamma, según un ensayo clínico con voluntarios en el Instituto de Salud Pública de Osaka en Japón.

Y puede que esta no sea la única aplicación clínica de las microalgas. Es posible que pronto se prescriba otro extracto para el síndrome del túnel carpiano y la inflamación de las articulaciones. Como explicó el CEO de Cyanotech, la astaxantina natural y # x02014 marca registrada BioAstin & # x02018 & # x02014a pigmento y antioxidante producido por el alga Hematococo, es el tratamiento más prometedor para el síndrome del túnel carpiano antes de la cirugía. Solo en los EE. UU., El mercado para el síndrome del túnel carpiano y las dolencias de las articulaciones es de US & # x00024 1,5 & # x000a0billion anualmente. Producida en un fotobiorreactor cerrado de 45 & # x000a0 metros cúbicos en Cyanotech, la astaxantina también afirma ser beneficiosa contra el dolor muscular y la inmunidad reducida resultante de la liberación de radicales libres durante el ejercicio intenso. Pero el éxito de los remedios naturales también depende de la ciencia detrás de las afirmaciones. Como señaló Cysewski, & # x02018Muchos productos en la industria de la salud de EE. UU. Tienen mucha ciencia cuestionable detrás de ellos & # x02019, por eso Cyanotech está ansioso por & # x02018use ciencia sólida para respaldar las declaraciones de propiedades saludables & # x02019. La planta también emplea prácticas ambientales, recicla toda su agua y evita el uso de pesticidas o herbicidas.

Después de todo, las microalgas y las plantas en general son bien conocidas por estar entre los mejores dispositivos de limpieza ambiental del mundo. De hecho, la perspectiva de que las microalgas puedan usarse en la biorremediación ambiental se ha considerado durante décadas. Se han realizado estudios piloto en Alemania y Estados Unidos sobre la viabilidad de utilizar microalgas para eliminar el dióxido de carbono de los gases de combustión de las plantas industriales y utilizar la biomasa resultante como combustible. También pueden encontrar aplicaciones en la eliminación de la contaminación por metales pesados ​​del agua y el suelo que los dentistas en Alemania ya brindan a los pacientes Clorella tabletas para absorber el mercurio liberado durante el reemplazo de los empastes de amalgama de mercurio.

Pero por muy tentador que sea creer que las microalgas podrían ser la solución al CO global2 Sobreproducción, Michael Melkonian puede hablar de experiencias frustrantes al contrario. Como consultor de varios proyectos industriales, no debe ser ignorado. Trabajando en un proyecto de la década de 1970 para reducir el CO2 Las emisiones de una planta de lignito de Westfalia le han enseñado que las algas no son una solución económicamente viable. Aunque las algas crecerán como la pólvora en 10 & # x00025 CO2 deben producirse a un coste no superior a 40 euros por tonelada para que sean económicamente viables como fuente de combustible. Desafortunadamente eso no fue posible. Los japoneses también han descubierto esto para su pesar, después de haber gastado US & # x00024 & # x000a0100 & # x000a0million en un proyecto de 10 años.

Entonces, ¿las microalgas tienen futuro? Las microalgas para alimentos y aditivos para piensos tienen que producirse a un costo de no más de 10 euros por kg de masa seca para ser comercialmente competitivo, piensa Melkonian, quien se pregunta cómo la planta Kl & # x000f6tze puede competir con las instalaciones japonesas que cultivan las algas más rápido, heterotróficamente y # x02014 no solo usa luz & # x02014 y puede vender el producto a 30 euros el kg. Como concluyó, & # x02018I & # x000a0duda que puedan producirlo por este precio en Kl & # x000f6tze. & # X02019 Es un hecho que la mayor producción de ácidos grasos insaturados para su uso como aditivos alimentarios humanos se logra en fermentadores bacterianos y heterótrofos. biorreactores de algas, que son mucho más baratos que el método Kl & # x000f6tze.

A pesar de la cautela de personas como Melkonian, parece haber mucho capital de riesgo esperando fluir hacia los tubos verdes, especialmente en Alemania, y las empresas más grandes también están invirtiendo en tecnología de microalgas. Las microalgas pueden no ser una solución a la contaminación global después de todo, puede que ni siquiera curen enfermedades, pero si nos ayudan a vivir más tiempo, más saludables y con una piel más suave, la gente las comprará, sin importar el precio. Como concluyó Mende, & # x02018it & # x02019s no es una droga de maravilla, pero seguro que te preguntas qué puede hacer a continuación. & # X02019


Algas en crecimiento

Este proyecto mide la tasa de crecimiento de las algas suministradas con dióxido de carbono suplementario.

El objetivo es que el estudiante realice un experimento controlado para probar una hipótesis sobre las condiciones que afectan el crecimiento de las algas.

  • ¿El dióxido de carbono suplementario afecta la tasa de crecimiento de las algas?
  • ¿Es el diseño experimental capaz de producir suficiente dióxido de carbono para impulsar el crecimiento de algas?

Las algas son organismos que se encuentran comúnmente en ambientes acuáticos. Hay dos tipos: macroalgas y microalgas. Las grandes macroalgas multicelulares se encuentran a menudo en estanques y en el océano. Tienden a medirse en pulgadas, aunque las algas gigantes en el océano pueden crecer hasta más de 100 pies de largo. Las microalgas son pequeñas algas unicelulares que crecen como suspensiones en el agua y se pueden medir en micrómetros. Las fuentes comunes de microalgas son pantanos, marismas y pantanos.

Todas las algas requieren luz solar, agua, nutrientes y dióxido de carbono para crecer. Mediante el proceso de fotosíntesis, las algas convierten el dióxido de carbono en glucosa (un azúcar). Luego, la glucosa se descompone en ácidos grasos que, en condiciones normales, se utilizan para producir membranas para nuevas células de algas. Sin embargo, si las algas carecen de nutrientes, los ácidos grasos producen moléculas de grasa (aceite). Debido a que el dióxido de carbono es la única fuente de carbono para las algas, tener un suministro adecuado es esencial si se van a utilizar con fines comerciales.

  • ¿Qué materiales se requieren? Tres botellas de un litro de agua purificada, azúcar, cerveza y rsquos, sellador de silicona de levadura, taladro, 6 mm, acuario, tubería de aire, algas
  • Los materiales se pueden encontrar en los siguientes lugares: agua purificada (supermercado), azúcar (supermercado), levadura de cerveza y rsquos (supermercado), sellador de silicona (tienda tipo Walmart) acuario aerolínea (tienda de mascotas) algas (estanque o pantano o suministro biológico / científico casa) 10-15-10 alimento vegetal líquido (vivero de plantas o Internet)
  1. Lea acerca de las condiciones requeridas para que crezcan las algas y formule una hipótesis para predecir si administrar dióxido de carbono suplementario a las algas sería una forma viable de aumentar el crecimiento de las algas.
  2. Recolecte algunas algas de un estanque, pantano, pantano, piscina, acuario de peces, baño de pájaros u otra fuente. Si no puede localizar una fuente natural, comuníquese con una casa de suministros biológicos / científicos (Google).
  3. Agregue cantidades equivalentes de algas a dos botellas (de plástico transparente) de agua purificada. Deseche las tapas de las botellas.
  4. Agregue dos gotas de alimento vegetal líquido 10-15-10 a cada botella.
  5. Vierta una pequeña cantidad de agua de una tercera botella de agua purificada, dejando aproximadamente una pulgada de espacio de aire en la parte superior de la botella. Esta botella será el reactor de dióxido de carbono.
  6. Haga un agujero en la tapa de la botella del reactor que sea lo suficientemente grande como para permitir que la línea de aire del acuario pase a través de él, luego haga pasar la línea de aire a través del orificio para que se extienda hacia el espacio de aire libre cuando la tapa esté puesta. Selle la línea de aire en la parte superior de la tapa de la botella con un sellador de silicona.
  7. Disuelva 2 cucharaditas de azúcar y 1 cucharadita de levadura de cerveza en el reactor. (La levadura es un hongo que convierte el azúcar en burbujas de dióxido de carbono).
  8. Extienda la línea de aire del acuario desde la botella del reactor hasta una de las botellas que contienen algas. La línea aérea debe extenderse hasta la mitad de la botella de algas.
  9. Coloque las tres botellas al aire libre donde recibirán sol indirecto. (CONSEJO: la luz solar directa puede inhibir el crecimiento. La temperatura óptima para el crecimiento de las algas es entre 20 y 24 grados C. Las temperaturas superiores a 35 grados C son letales para las algas).
  10. Controle el crecimiento de las algas en las dos botellas de muestra durante un mes. Si es necesario, reemplace el azúcar, la levadura y el agua en el reactor para mantener en funcionamiento la fuente de dióxido de carbono.
  11. Al final del mes, compare las cantidades de algas en las dos botellas de muestra.
  12. Evalúe su hipótesis a la luz de sus hallazgos. Revíselo si es necesario y proponga experimentos adicionales.

Condiciones: Fotosíntesis Algas Microalgas Macroalgas Dióxido de carbono Levadura Azúcar

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Abstracto

Se propone una estrategia de lotes alimentados para producir biomasa de microalgas en condiciones heterótrofas no axénicas. La estrategia induce la alternancia de las fases de cultivo con agotamiento de N (repleto de glucosa) y repleto de N (depleto de glucosa) mediante el suministro periódico y desacoplado de glucosa y NO.3 - a la cultura. Cultivo de la microalga T. obliquus con esta estrategia se redujo la relación de la concentración de bacterias a células de microalgas de 1,6, alcanzada por el cultivo fotoautotrófico convencional, a 0,03. Durante la fase de depleción de N, la duplicación de microalgas se detuvo y la concentración de biomasa aumentó 1,9 veces, mientras que durante la fase de repleción de N, las microalgas se duplicaron reduciendo a la mitad su tamaño promedio y perdiendo aproximadamente el 25% de su peso. El proceso demostró ser eficaz en varios ciclos consecutivos. Se logró productividad de biomasa hasta 6.1 g / Ld y concentración de biomasa hasta 26 g / L. Los resultados demuestran que la estrategia propuesta puede prevenir eficazmente la contaminación bacteriana, allanando el camino para la producción a gran escala de biomasa de microalgas en condiciones heterotróficas no axénicas.


Establecimiento de una colección de cultivos de microalgas centrada en la bioenergía

Un escenario prometedor de energía renovable implica el cultivo de microalgas fotosintéticas como materia prima de biocombustible que se puede convertir en combustibles fungibles y densos en energía. Las microalgas transforman la energía de la luz solar en una variedad de productos de almacenamiento de carbono reducido, incluidos los triacilgliceroles, que se pueden transformar fácilmente en sustitutos del combustible diesel. Para desarrollar una industria de biocombustibles de algas económicamente viable, es importante maximizar la producción y acumulación de estos portadores de bioenergía específicos en cepas seleccionadas. En un esfuerzo por identificar aislados prometedores de materia prima, desarrollamos, evaluamos y optimizamos técnicas contemporáneas de clasificación de células de alto rendimiento para establecer una colección de microalgas aisladas de ecosistemas muy diversos cerca de áreas geográficas que son sitios potenciales para el cultivo de algas a gran escala en el suroeste de Estados Unidos. Estados. Estos esfuerzos dieron como resultado una colección de cultivos que contenía 360 cepas de microalgas distintas. Informamos sobre el establecimiento de esta colección y algunos estudios de detección cualitativos preliminares para identificar fenotipos importantes de biocombustibles, incluida la acumulación de lípidos neutrales y las tasas de crecimiento. Como parte de esta empresa, determinamos los medios de cultivo adecuados y evaluamos las técnicas de criopreservación críticas para el almacenamiento a largo plazo de los microorganismos en esta colección. Esta técnica permite el rápido aislamiento de una extensa biodiversidad de cepas que se puede aprovechar para la selección de cepas de materia prima bioenergética prometedoras, así como para proporcionar avances fundamentales en nuestra comprensión de la biología fundamental de las algas.

Reflejos

► Protocolo de bioprospección establecido para identificar cepas de biocombustibles de microalgas prometedoras. ► Estrategia de criopreservación desarrollada para la conservación de la biodiversidad. ► Identificación de medios de crecimiento prometedores y estrategias de enriquecimiento.


Alga verde

Nuestros editores revisarán lo que ha enviado y determinarán si deben revisar el artículo.

Alga verde, miembros de la división Chlorophyta, que comprende entre 9.000 y 12.000 especies. Los pigmentos fotosintéticos (clorofilas ayb, caroteno y xantofila) están en las mismas proporciones que los de las plantas superiores. La célula de alga verde típica, que puede ser móvil o inmóvil, tiene una vacuola central, pigmentos contenidos en plástidos que varían en forma en diferentes especies y una pared celular de celulosa y pectina de dos capas. Los alimentos se almacenan como almidón en pirenoides (núcleos proteicos dentro de los plástidos). Las algas verdes, variables en tamaño y forma, incluyen unicelulares (Chlamydomonas, desmids), colonial (Hidrodicción, Volvox), filamentoso (Spirogyra, Cladophora) y tubular (Actebularia, Caulerpa) formas. La reproducción sexual es común, con gametos que tienen dos o cuatro flagelos. La reproducción asexual se realiza por división celular (Protococcus), esporas móviles o inmóviles (Ulothrix, Oedogonium) y fragmentación.

La mayoría de las algas verdes se encuentran en agua dulce, generalmente adheridas a rocas y madera sumergidas o como escoria en aguas estancadas. También hay especies terrestres y marinas. Las especies microscópicas que flotan libremente sirven como fuente de alimento y oxígeno para los organismos acuáticos. Las algas verdes también son importantes en el estudio evolutivo de las plantas unicelulares. Chlamydomonas Se considera similar a la forma ancestral que probablemente dio origen a las plantas terrestres.


Cultivo de fitoplancton para piensos de acuicultura

Esta hoja informativa publicada por el Centro Regional de Acuicultura del Sur (SRAC) brinda información sobre el cultivo de fitoplancton para la alimentación acuícola.

El fitoplancton consiste en microalgas marinas y de agua dulce unicelulares y otros organismos parecidos a las plantas. Se utilizan en la producción de productos farmacéuticos, suplementos dietéticos, pigmentos y biocombustibles, y también se utilizan como piensos en la acuicultura. El fitoplancton se cultiva para alimentar a los moluscos bivalvos (todas las etapas de la vida), las primeras etapas larvarias de los crustáceos y el zooplancton (por ejemplo, rotíferos, copépodos) que se utilizan como alimento vivo en los criaderos de peces.

Los flagelados y las diatomeas son dos tipos importantes de fitoplancton en la base de la cadena alimentaria. Fabrican componentes celulares a través del proceso de fotosíntesis, tomando dióxido de carbono y nutrientes del agua y utilizando la luz como fuente de energía.

Las microalgas utilizadas como alimento en los criaderos varían en tamaño, requisitos ambientales, tasa de crecimiento y valor nutricional (Fig. 1, Tablas 1 y 2) (Helm et al., 2004). Al seleccionar una especie para cultivo, es importante tener en cuenta todos estos parámetros. La mayoría de los criaderos cultivan una variedad de especies que satisfacen diferentes necesidades a lo largo del ciclo de producción con respecto al tamaño, la digestibilidad, las características del cultivo y el valor nutricional (Muller-Feuga et al., 2003).

Las condiciones de cultivo pueden variar ampliamente, desde estanques al aire libre o canales con nutrientes agregados para promover la floración de las microalgas naturales, hasta monocultivos criados en interiores bajo condiciones ambientales controladas. Este artículo se centra en el monocultivo de microalgas en condiciones ambientales y protocolos de producción claramente definidos.

Volumen celular, peso orgánico y contenido bruto de lípidos de algunas especies de fitoplancton comúnmente cultivadas utilizadas en criaderos de moluscos bivalvos y peces (Helm et al., 2004).

Las instalaciones de cultivo de microalgas suelen utilizar agua de mar enriquecida con nutrientes, principalmente nitratos, fosfatos, oligoelementos esenciales, vitaminas y, en el caso de las diatomeas, silicatos. El agua utilizada para el cultivo de microalgas debe tener una composición química similar a la utilizada para el cultivo de los animales y debe ser tratada previamente. Algunos laboratorios utilizan agua de mar sintética para cultivos a pequeña escala, pero es prohibitivamente cara para la producción a gran escala en criaderos comerciales.

Rangos de temperatura, luz y salinidad para el cultivo de especies de microalgas seleccionadas (Hoff y Snell, 2008).

Dinámica poblacional

Las células de algas de un cultivo iniciador se inoculan en un volumen mayor de agua enriquecida tratada para alcanzar una baja densidad inicial de aproximadamente 30 a 100 células / µl. Durante los primeros 2 a 3 días, las células se aclimatan al nuevo medio, crecen y comienzan la división celular. Esta fase, denominada fase de retraso, varía en duración dependiendo de la cantidad de inóculo utilizada (densidad celular inicial), especies de algas (tasa de división inherente), irradiancia y temperatura (Fig. 2). Una vez aclimatadas, las células de las algas se dividen a un ritmo acelerado y la población aumenta logarítmicamente, esta fase de crecimiento exponencial dura 4 o más días. Las células generalmente se recolectan para su alimentación durante esta fase. La fase de crecimiento exponencial es seguida por la fase estacionaria, cuando la división celular disminuye y no hay más aumento en la densidad celular. Esta disminución del crecimiento es el resultado de cambios en la concentración de nutrientes, el auto-sombreado (la alta densidad celular reduce la cantidad de luz disponible para las células de las algas) y cambios en el medio de cultivo, como el aumento del pH y la acumulación de metabolismo. productos de desecho o sustancias llamadas autoinhibidores que son secretadas por algunas especies (principalmente diatomeas). A medida que el cultivo envejece, la fase estacionaria es seguida por una fase senescente en la que la densidad del cultivo disminuirá.

Las algas en fase estacionaria no deben usarse para la larvicultura porque, aunque las algas pueden ser nutritivas, a medida que mueren, las células se rompen y las bacterias pueden proliferar (incluidas algunas bacterias patógenas como Vibrio spp.). El cultivador sabio sabe que la línea entre alimentar a las larvas y envenenarlas puede volverse borrosa a medida que envejecen los cultivos de algas.

El entorno cultural

Al diseñar un sistema de producción de microalgas, considere qué especie es más apropiada para el uso previsto (por ejemplo, tamaño y características nutricionales). También considere el rendimiento, los costos operativos y la confiabilidad. El cultivo de microalgas es el aspecto más caro y técnicamente desafiante de todas las operaciones de incubación. El costo de producir alimento de microalgas varía entre $ 100 y $ 400 por kilogramo seco ($ 45 a $ 180 por libra) de biomasa de microalgas (Wikfors, 2000). El cultivo de algas representa alrededor del 40 por ciento del costo de cultivar semillas de bivalvos hasta una longitud de concha de 5 mm en un criadero en tierra (Ukeles, 1980).

Los criaderos utilizan un cultivo intensivo en interiores con iluminación artificial o un cultivo extenso al aire libre en grandes tanques, canales o estanques con iluminación natural. Algunos criaderos utilizan una combinación de los dos. Los sistemas de interior intensivos son costosos y requieren mucha mano de obra, pero son más fiables y más productivos (en relación con los requisitos de espacio) que los sistemas de exterior. Los estanques abiertos y conductos de agua también son más propensos a la contaminación biológica u otros problemas de calidad del agua. Como podría imaginarse, el potencial de "fallos de cultivo" aumenta a medida que disminuye el grado de control sobre los factores ambientales como la temperatura, la iluminación, la disponibilidad de nutrientes, el pH y la contaminación potencial.

El valor nutricional de las algas se ve afectado por la edad del cultivo y la fase de crecimiento, las características e intensidad de la luz, la limitación y fuente de nutrientes y la densidad celular (Depauw y Persoone, 1988). Ya sea intensivo o extensivo, el cultivo de microalgas requiere agua filtrada y tratada, nutrientes, una fuente de luz, aireación y mezcla, control de temperatura / salinidad, control de pH y un inóculo de alta calidad para asegurar un rendimiento satisfactorio (Fig.3).

Agua filtrada y tratada

El pretratamiento del agua, ya sea salada o dulce, es uno de los pasos más importantes para el éxito del cultivo de microalgas. El agua de cultivo debe estar libre de sólidos en suspensión, plancton (p. Ej., Protozoos, ciliados y otras especies de algas), bacterias, concentraciones inaceptablemente altas de compuestos orgánicos disueltos (DOC), metales disueltos y pesticidas.

El pretratamiento generalmente incluye filtración mecánica y química, esterilización o desinfección y enriquecimiento de nutrientes. La elección del tratamiento debe basarse en las especies cultivadas, los requisitos de volumen y el costo.

Filtración mecánica. La filtración mecánica elimina los sólidos en suspensión, el plancton y las bacterias y generalmente se usa con las otras formas de tratamiento que se describen a continuación. El tipo de filtración mecánica utilizada depende del estado del agua entrante y del volumen de agua a tratar. Un filtro mecánico generalmente consta de una serie de filtros que eliminan partículas cada vez más pequeñas: filtros de arena o bolsas de filtro de poliéster (de 20 a 35? M), seguidas de filtros de cartucho (10, 5, 1? M) o diatomáceas. filtros de tierra (DE). Se pueden filtrar pequeños volúmenes de agua de mar para eliminar las bacterias utilizando filtros de cartucho de membrana de 0,22 o 0,45 µm.

Filtración química. Los compuestos orgánicos e inorgánicos disueltos (DOC), los metales, los pesticidas y otros contaminantes pueden prevenir o retrasar el crecimiento de microalgas, aunque detectarlos puede ser complicado y costoso. La filtración de carbón activado (carbón vegetal) es útil para reducir el DOC, mientras que las resinas de desionización son efectivas para eliminar metales e hidrocarburos.

Esterilización por calor. El agua de mar prefiltrada se puede esterilizar en autoclave a 1,06 kg / cm2 durante 20 minutos. La esterilización en autoclave es más adecuada para volúmenes pequeños, mientras que la pasteurización por lotes o continua a 65 a 70 ° C se utiliza para grandes volúmenes. La pasteurización a 50 ° C durante 8 a 10 horas también es eficaz. Se puede utilizar un calentador de agua con revestimiento de vidrio o un calentador de inmersión de 500 a 1000 W. La esterilización por microondas es útil para pequeños volúmenes de agua de mar prefiltrada (1 a 5 µm durante 8 a 10 minutos por 1 a 1,5 L usando una unidad de 700 W). Se pueden agregar nutrientes antes del microondas ya que la temperatura no excederá los 84 ° C (181 ° F) (Hoff, 1996). Bellows y Guillard demostraron que el uso de un microondas de 700 W y 1,2 pies3 a alta potencia mataría eficazmente microalgas en 5 minutos, bacterias en 8 minutos y hongos en 10 minutos en un volumen de 1,5 L de agua de mar filtrada (y sin filtrar) ( Tabla 3).

Esterilización química. La cloración es el método más simple y común de esterilización química para volúmenes de cultivo de al menos 4 L.El agua de mar prefiltrada se puede esterilizar con una solución de hipoclorito de sodio a 2.5 mg / L de cloro libre agregando de 1 a 5 ml de lejía doméstica (5% hipoclorito de sodio) por litro de agua de mar. El cloro granulado para piscinas también es eficaz: una dosis de 1 onza (28 g) a 500 galones (1875 L) produce una concentración de cloro similar a la lejía líquida. La esterilización ocurre en un período corto de tiempo, generalmente de 10 a 30 minutos, aunque muchos cultivadores sugieren un tiempo más largo (12 horas o toda la noche) por un margen de seguridad. Antes de usar, neutralice el cloro residual agregando un exceso de solución de tiosulfato de sodio (Na2S2O3 · 5H2O). Si se disuelven 250 g de tiosulfato de sodio en 1 litro de agua, entonces 1 mL de la solución de tiosulfato de sodio agregado por cada 4 mL de lejía utilizada es suficiente para eliminar el cloro residual (decloración). Se pueden usar kits comunes de prueba de cloro para piscinas para determinar la presencia de cloro residual, pero no dan una medida precisa de la concentración de cloro, como práctica general, se debe agregar una solución adicional de tiosulfato de sodio si hay algún indicio de cloro residual.

Resumen de tipos de esterilización por calor, métodos efectivos, aplicación y limitaciones (Kawachi y Noël, 2005)

Irradiación ultravioleta (UV) y ozono (O3) desinfección. Se puede usar tanto UV como ozono para desinfectar el agua de cultivo, aunque ambos son más efectivos después de que la filtración mecánica haya eliminado las partículas en suspensión. Cabe señalar que la "esterilización" se define como la destrucción absoluta de todos los organismos microbianos (incluidas las esporas bacterianas), mientras que la "desinfección" no elimina todos los microbios, pero reduce su número a un nivel en el que el riesgo de infección es lo suficientemente pequeño como para ser aceptable.

La radiación ultravioleta es la más común de las dos, en gran parte porque no deja concentraciones de subproductos peligrosos. El ozono en niveles altos puede producir cloraminas, que son tóxicas para los animales marinos. El ozono liberado al aire puede ser un peligro para la seguridad (si puede oler un leve olor a cloro, el ozono residual está presente y puede ser peligroso para su salud).

El ozono es un agente oxidante fuerte que es particularmente eficaz para eliminar sustancias orgánicas disueltas, pesticidas, colorantes y nitratos. Es muy inestable y vuelve rápidamente a O2, pero también es altamente corrosivo y debe manipularse con materiales especiales. Los generadores de ozono en línea son los más comunes y generalmente tienen monitores / controles para proporcionar un nivel adecuado de ozono y evitar la acumulación residual. Sin embargo, debido a que existe el riesgo de introducir agua ozonizada en el sistema de cultivo, así como las preocupaciones de seguridad para el personal de la planta de incubación, el ozono no se recomienda para los operadores que carecen de experiencia y equipo de monitoreo para manejar adecuadamente los niveles de ozono.

La radiación ultravioleta (energía germicida) es una forma eficiente, simple y confiable de matar microorganismos en el agua de cultivo. Con una exposición adecuada en agua clara, la luz ultravioleta mata a un microorganismo al penetrar en su pared celular y destruir su material nuclear. Las bombillas UV de vapor de mercurio de baja presión son las más adecuadas para la desinfección porque su longitud de onda espectral (254 nm) se acerca a la longitud de onda germicida más eficiente (265 nm). Sin embargo, el poder letal de los rayos UV se ve afectado por la turbidez / coloración del agua entrante, la distancia desde la fuente, el tiempo de exposición (tasa de flujo), las especies y la edad de la bombilla (algunas luces envejecen rápidamente, perdiendo hasta un 40 por ciento de su potencia después de 6 meses). Las dosis mínimas varían ampliamente para diferentes microorganismos: 15.000? Vatios-seg / cm 2 para la mayoría de las bacterias, 22.000? Vatios-seg / cm 2 para algas transmitidas por el agua, 35.000? Vatios-seg / cm 2 para bacterias / virus, 100.000? Vatios -seg / cm 2 para protozoos, y hasta 330.000? vatios-seg / cm 2 para Aspergillus niger (moho) (Depauw y Persoone, 1988).

El vataje y la tasa de flujo son los factores más importantes para lograr la esterilización UV. Cuanto más lenta sea la tasa de flujo, mayor será la tasa de muerte para una bombilla determinada (Escobal, 1993). Por ejemplo, una bombilla de vapor de mercurio de 40 vatios con una velocidad de flujo de 500 galones por hora en una tubería de 2 pulgadas de diámetro producirá aproximadamente 11,530? Vatios-seg / cm 2. Aumentar el diámetro de la tubería a 3 pulgadas (reduciendo así la tasa de flujo) aumentará la dosificación a 17,530? Vatios-seg / cm 2 cortando la tasa de flujo a la mitad en esa tubería de 3 pulgadas aumenta aún más la dosis a 34,340? Vatios-seg / cm 2 (Hoff et al., 2008).

Enriquecimiento de nutrientes

El objetivo del cultivo de microalgas es obtener las densidades celulares más altas en el menor tiempo posible, y las concentraciones naturales de nutrientes en agua dulce y agua de mar suelen ser insuficientes para sustentar altos rendimientos de algas. Aunque los oligoelementos se encuentran generalmente en cantidades suficientes, los macronutrientes son escasos (generalmente fósforo en agua dulce y nitrato en agua salada). Se han descrito varios medios de enriquecimiento de nutrientes que contienen extracto de suelo, nitratos, fósforo, oligoelementos y vitaminas para agua dulce y salada (Creswell, 1993).De las formulaciones de medios nutritivos que se utilizan para el cultivo de microalgas marinas en laboratorios y criaderos, el medio F / 2 de Guillard y Ryther es el más utilizado, y hay una solución premezclada disponible en una variedad de proveedores (Tabla 4). Hay docenas de recetas de medios de cultivo, muchas de las cuales fueron formuladas específicamente para ciertos tipos / especies de microalgas y cianobacterias. Una buena referencia es Algal Culturing Techniques, editado por R. A. Anderson. La Tabla 5 enumera los servicios que tienen recetas de medios de cultivo en sus sitios web.

Medios F / 2 de Guillard utilizados para el cultivo de microalgas marinas (Guillard, 1975).

Principales colecciones de cultura de servicio con recetas de medios de cultura en sus sitios web (Anderson, 2005).

Fuente de luz

La luz es la fuente de energía que impulsa la fotosíntesis para convertir los nutrientes en biomasa de algas. La profundidad máxima de cultivo y la densidad celular son las principales variables que regulan el uso eficiente de la luz (Richmond et al., 1980). La intensidad de la luz, las características espectrales y el fotoperíodo son los componentes de un régimen de iluminación. Las instalaciones de microalgas de interior suelen utilizar bombillas fluorescentes “blancas frías” (2500 lux), mientras que los sistemas de exterior e invernaderos utilizan la luz solar ambiental en combinación con bombillas fluorescentes o de haluro metálico para iluminar la noche. Las características espectrales de las bombillas “blancas frías” no son ideales para las bombillas de producción intensiva de microalgas con longitudes de onda mejoradas en rojo y azul (Gro-LuxTM) que soportan mayores rendimientos. La edad de la bombilla también es importante, ya que las características espectrales y la luminosidad cambian con el tiempo. Las bombillas deben reemplazarse al menos una vez al año.

La irradiación de 2.500 a 5.000 lux (250 a 500 velas pie) es óptima para la fotosíntesis de microalgas, con un máximo de 10.000 lux (Escobal, 1993). Guillard (1975) recomendó 3500 y 4500 lux para el cultivo madre de Thalassiosira pseudonana bajo iluminación continua y 14 horas por día, respectivamente. En instalaciones interiores, los bulbos deben estar a 6 a 10 pulgadas de los cultivos madre, si es posible, los balastos deben estar fuera de la sala de cultivo para ayudar a mantener el control de la temperatura.

Los recipientes de cultivo iluminados internamente son costosos de construir pero económicos de operar. El montaje de las lámparas dentro de un cilindro de vidrio o plástico transparente dentro del recipiente de cultivo reduce la distancia que debe recorrer la luz para penetrar en el cultivo. Los cilindros de cultivo con luces montadas internamente suelen producir tanto como cultivos con tres veces el volumen.

Las lámparas de halogenuros metálicos (750 a 1000 W) se utilizan generalmente para iluminar cultivos más grandes (1800 litros o más) y, dado que generan un calor considerable, deben colocarse al menos a 30 cm (30 cm) por encima de la superficie en invernaderos abiertos y bien ventilados. Si se usa luz natural para cultivos de gran volumen en invernaderos, es mejor usar el sol de la mañana, con un 40 por ciento de tela de sombra en el lado oeste del edificio y un 60 por ciento de tela de sombra en el medio de un edificio orientado al norte-sur, especialmente en verano.

Aunque la mayoría de los fotómetros comerciales miden "lux", muchas referencias en la literatura relacionadas con los requisitos de luz para el cultivo de fitoplancton prefieren expresar la irradiancia óptima en términos de "radiación fotosintéticamente activa" (PAR), que se expresa como fotones? Mol · s -1 · M -2, radiación en longitudes de onda de 400 a 700 nm. La conversión de los valores de lux a PAR depende del tipo de lámpara y sus características espectrales. Multiplique lux por las siguientes conversiones para PAR:

  • incandescente = 0.019
  • haluro de metal = 0.014
  • fluorescente blanco frío = 0.013
  • fluorescente de luz diurna = 0.014
  • GRO fluorescente = 0,029
  • luz solar diurna clara = 0.018

Por lo general, se prefiere la luz artificial a la luz solar. Con la luz solar, la duración e intensidad no se controlan fácilmente, lo que puede causar sobrecalentamiento, irradiancia insuficiente o fotoinhibición si la luz es demasiado intensa durante demasiado tiempo (Escobal, 1993). La iluminación artificial se puede controlar con un simple temporizador o un monitor de luz y debe configurarse para un mínimo de 16: 8 horas de luz / oscuridad por día (mínimo) a iluminación de 24 horas (máximo) para cultivos de interior. Aunque la iluminación artificial se puede controlar con precisión en términos de calidad y cantidad, es costosa y representa casi el 95 por ciento del costo del cultivo de microalgas (Muller-Feuga et al., 2003).

Control de temperatura

Debido a que la mayoría de las especies de microalgas preferidas por los cultivadores son tropicales / subtropicales, la mayoría de las cepas crecen mejor a temperaturas que oscilan entre 16 y 27 ° C (60 a 80 ° F). El óptimo es alrededor de 24 ° C (75 ° F). Ukeles (1976) comparó la respuesta de crecimiento de varias especies de microalgas a la temperatura (Cuadro 6). La temperatura óptima para el crecimiento variará según la especie y, hasta cierto punto, es un factor complejo que depende de otras condiciones ambientales. Los cultivos deben mantenerse a la temperatura más baja que sea consistente con un buen rendimiento para evitar estimular el crecimiento bacteriano. Al considerar las características de temperatura de una sala de cultivo cerrada, se deben considerar: 1) el tamaño de la sala, 2) las fuentes de calor (como luces y balastos) y 3) el volumen y la temperatura del aire bombeado a los recipientes de cultivo.

Respuesta de crecimiento de diferentes especies de microalgas a diversas temperaturas (° C). Las tasas de crecimiento son relativas al rendimiento de un control cultivado a 20,5 ° C (Ukeles, 1976).

Aireación y mezcla

La aireación es importante para el cultivo de microalgas porque: 1) el aire es una fuente de carbono (de CO2) para la fotosíntesis 2) CO2 proporciona estabilización esencial del pH y 3) la mezcla física del cultivo mantiene los nutrientes y las células distribuidos uniformemente, reduce el auto-sombreado y / o la fotoinhibición (una disminución de la fotosíntesis debido al exceso de luz) y evita la estratificación térmica en los sistemas al aire libre. Los difusores de aire (piedras de aire) crean pequeñas burbujas que maximizan el oxígeno / CO2 transferencia, y se utilizan con frecuencia para cultivos de pequeño volumen. En recipientes de cultivo más grandes, las burbujas finas de los difusores de aire crean un aerosol y una espuma que pueden promover el crecimiento de bacterias. Las burbujas más grandes (sin piedras de aire) en realidad hacen un mejor trabajo al mezclar el cultivo con una mínima formación de espuma. Las alternativas comunes para mezclar cultivos de mayor volumen incluyen bombas de chorro, ruedas de paletas, recirculación continua y bombas de aire (Persoone et al., 1980).

Dióxido de carbono (CO2) fuente y control de pH

El dióxido de carbono juega un papel doble en el cultivo de microalgas. Proporciona una fuente de carbono para apoyar la fotosíntesis y ayuda a mantener el pH en niveles óptimos (de 7,5 a 8,2 para las especies marinas). A medida que aumenta la densidad del cultivo, se consume más carbono a través de la fotosíntesis, lo que reduce el CO2 concentración y haciendo que el pH aumente. A aproximadamente pH 10, algunos nutrientes se precipitarán, el crecimiento de algas se retrasará y el cultivo podría colapsar por completo. Esto se puede prevenir si se mantiene el pH introduciendo CO2 en el sistema de suministro de aire. Esto se puede hacer manualmente (mientras los cultivos están iluminados), pulsando intermitentemente usando un temporizador y una válvula solenoide, o, más eficazmente, usando un monitor / controlador de pH.

Inóculo

La mayoría de los criaderos cultivarán varias especies de microalgas para proporcionar alimentos vivos con diferentes tamaños y características nutricionales, según el animal que se esté cultivando y su etapa de vida. El protocolo de cultivo para cada especie estará dictado por las características de las microalgas (por ejemplo, la tasa de crecimiento y los requisitos ambientales), los rendimientos de la cosecha y los requisitos de uso.

Mantenimiento y transferencia de cultivos madre y de iniciación

Pueden obtenerse reservas de cultivos monoespecíficos (unialgas) recolectando especies locales, separándolas por tamaño (filtración) o densidad (centrifugación) e inoculando placas de agar que contengan medios de enriquecimiento. A partir de estos cultivos de algas de múltiples especies, las colonias individuales se seleccionan mediante rayas de agar, aislamiento de micropipetas, dilución líquida o clasificadores de células con citómetro de flujo (Fulks y Main, 1991). El cultivo de algas en agua de mar enriquecida en autoclave y altamente filtrada en presencia de antibióticos permite aislar cultivos puros libres de bacterias y protozoos (axénicos). Sin embargo, el aislamiento y la selección de especies locales es laborioso y los cultivos monoespecíficos de la mayoría de las especies de microalgas utilizadas para la acuicultura están disponibles en laboratorios de investigación, criaderos comerciales y proveedores.

Los cultivos madre se mantienen en medios de mantenimiento especializados, que pueden ser placas o inclinaciones inclinadas de agar enriquecido con agua de mar o nutrientes, en condiciones de temperatura e iluminación estrechamente controladas. Por lo general, se asigna un área especial con control de temperatura o una habitación adyacente a la sala de cultivo de algas para este propósito.

Los cultivos madre sirven como inóculos para la producción en gran volumen de fitoplancton utilizado para la cosecha o la alimentación. Los cultivos madre que contienen medios esterilizados en autoclave se guardan en recipientes pequeños, transparentes y esterilizables en autoclave, como tubos de ensayo de 25 ml o matraces cónicos de fondo plano de vidrio borosilicato de 250 a 500 ml equipados con tapones de algodón en los cuellos (o polietileno). vasos de precipitados pueden servir como tapas). También se mantienen en medio de agar de agua de mar impregnado con los nutrientes adecuados en placas de Petri o inclinados en tubos de ensayo. Se debe hacer todo lo posible para no contaminar el stock y los cultivos iniciadores con microorganismos competidores. Para minimizar la contaminación potencial, se debe usar una campana de transferencia de cultivo cerrada equipada con un mechero Bunsen y luces UV (se prefiere una campana de flujo laminar si está disponible) (Fig. 4).

Deben seguirse los procedimientos estériles que se describen a continuación.

  1. Limpie todas las superficies internas de la campana de inoculación y las superficies de trabajo con etanol al 70 por ciento.
  2. Coloque todos los matraces que se utilizarán en la campana, incluidos los matraces que se transferirán desde (el matraz de transferencia) y los matraces que contienen medios esterilizados que se inocularán bajo la campana de transferencia de cultivo.
  3. Irradiar los matraces que se van a inocular con una lámpara ultravioleta durante al menos 20 minutos. Asegúrese de que la capucha tenga una cubierta oscura sobre el cristal de visualización (la radiación ultravioleta puede dañar los ojos).
  4. Apague la lámpara UV, encienda un pequeño mechero Bunsen, retire las tapas de una transferencia y un nuevo matraz y flamee el cuello de cada matraz girando lentamente el cuello a través de la llama.
  5. Incline el cuello del matraz de transferencia hacia el nuevo matraz. Con un solo movimiento, retire ambos tapones y vierta un inóculo en el nuevo matraz. Transfiera aproximadamente 50 ml para especies de diatomeas y 100 ml para flagelados. Evite tocar los cuellos de los dos matraces. Nunca toque la parte del tapón que se inserta en el matraz. Una vez que se agrega el inóculo, vuelva a colocar el tapón en el matraz de transferencia. Flame lentamente el cuello del nuevo matraz antes de volver a colocar su tapón.
  6. Vuelva a colocar la tapa sobre el cuello del nuevo matraz y use un rotulador impermeable para etiquetar el nuevo matraz con las especies de algas inoculadas y la fecha de transferencia.
  7. Una vez completadas todas las inoculaciones, apague el quemador y transfiera todos los frascos nuevos a una incubadora de algas o un área bien iluminada en la instalación de cultivo de algas. El inóculo restante en los matraces de transferencia se puede utilizar para inocular cultivos más grandes, como matraces o garrafones de 4 l.
  8. Los tubos de ensayo, matraces, tapones y / o tapas vacíos deben retirarse, lavarse minuciosamente y esterilizarse o desecharse.
  9. Retire todos los materiales del área de trabajo y limpie la superficie con etanol al 70 por ciento.

Si transfiere cultivos líquidos con pipetas Pasteur de vidrio, siga estos pasos (Kawachi y Noel, 2005):

  1. Acerque el recipiente de la pipeta (utilizado para esterilizar las pipetas) al mechero Bunsen, sin la tapa, y agítelo suavemente para que una pipeta salga a unos centímetros de la abertura del recipiente.
  2. Retire la pipeta del recipiente con cuidado para que su punta no entre en contacto con la abertura del recipiente.
  3. Reemplace la tapa del recipiente. Coloque la pera de pipeta junto al mechero Bunsen y limpie el interior con etanol al 70 por ciento.
  4. Coloque la pera en la pipeta, levante el recipiente de cultivo celular y flamee en un ángulo de al menos 45 grados.
  5. Retire el recipiente de la llama, inserte la punta de la pipeta en el líquido, teniendo cuidado de no tocar los lados del recipiente, y recolecte la cantidad deseada de inóculo controlando la presión del bulbo.
  6. Retire la pipeta, orientándola en una posición casi horizontal, vuelva a encender la boca del recipiente y vuelva a colocar la tapa o tapón.
  7. Usando el mismo procedimiento, abra el nuevo recipiente, flamee la abertura e inserte la pipeta en el nuevo recipiente sin tocar la boca.
  8. Descargue lentamente la suspensión celular, retire la pipeta, flamee la boca del recipiente y vuelva a colocar la tapa.
  9. Retire el bulbo de la pipeta y coloque la pipeta usada en un recipiente de descarte para desecharla o reutilizarla. Limpie la bombilla con etanol al 70 por ciento para reutilizarla.
  10. Una vez que se hayan completado todas las transferencias, apague el mechero Bunsen, retire todos los materiales del área de trabajo y limpie la superficie con etanol al 70 por ciento.

Cultura por lotes progresiva

Las cantidades de células de algas necesarias para alimentar a las larvas de moluscos y otros zooplancton se producen mediante un proceso llamado cultivo por lotes progresivo (transfiriendo cultivos de pequeño volumen de inóculo concentrado a volúmenes más grandes de agua tratada enriquecida). A partir de células extraídas de un cultivo madre axénico (tubos de ensayo), se cultivan microalgas en un medio enriquecido a través de una serie de recipientes de cultivo de volumen creciente (Fig. 5). Las algas que crecen en cada recipiente de cultivo sirven como inóculo para el siguiente recipiente más grande, hasta que se alcanza la cantidad de células necesarias para la alimentación. Esta es una serie típica para producción a gran escala:

  1. Tubos de ensayo de 25 ml (cultivo madre de 10 ml) inocula….
  2. Matraces de 500 mL (cultivo iniciador de 250 mL) inocula….
  3. Matraces de 2,8 a 4 litros (cultivo de 1.000 ml) inocula….
  4. Garrafas de 20 litros (cultivo de 16 litros) inocula….
  5. Cilindros de 250 litros (cultivo de 180 litros) inocula….
  6. Tanques de 12.000 litros (cultivo de 10.000 litros) inocula….

Los cultivos iniciadores se utilizan para inocular "cultivos intermedios" (2 a 25 L), que se utilizan para inocular cultivos de volumen aún mayor para la producción final antes de la cosecha y la alimentación. De manera similar a los cultivos madre, los cultivos iniciales se pueden cultivar en matraces de 500 ml con 250 ml de medio estéril; aproximadamente 50 ml del cultivo iniciador se transfieren a matraces de volumen similar para mantener la línea, mientras que los 200 ml restantes se utilizan para inocular el cultivo intermedio recipientes (típicamente desde frascos de 4 L hasta garrafones de 20 L) (Fig. 6).

Los procedimientos para mantener los cultivos iniciadores son casi idénticos a los descritos anteriormente para los cultivos madre. Una línea de cultivos iniciadores se establece originalmente a partir del cultivo madre de las especies requeridas. Se cultivan a una temperatura de 18 a 22 ° C a una distancia de 15 a 20 cm de lámparas fluorescentes de 65 u 80 W, lo que proporciona un nivel de iluminación en la superficie de cultivo de 4.750 a 5.250 lux. Los cultivos de pequeño volumen (tubos de ensayo a matraces de 1 l) suelen agitarse manualmente todos los días para facilitar el intercambio de gases y la mezcla. Se requiere aireación para matraces de 2 L y volúmenes más grandes, y los filtros en línea en la tubería de suministro son necesarios para evitar contaminantes que pueden introducirse a través de la aireación. Los cultivos iniciadores generalmente se airean con aire / CO2 mezcla para mantener un pH satisfactorio y proporcionar carbono adicional para la fotosíntesis. Cuando CO2 se utiliza, el pH se suele mantener entre 7,5 y 8,5.

Los cultivos madre se cultivan durante períodos variables antes de la inoculación en matraces de 500 ml. Para las especies de diatomeas, este período es de 3 a 5 días para la mayoría de los flagelados, es de 7 a 14 días. Cuando esté listo para su uso, se transfieren de 20 a 50 ml del cultivo iniciador (según la especie y la densidad celular) a un cultivo fresco de 250 ml para mantener la línea de cultivo iniciador. El resto se usa como inóculo para cultivos más grandes (generalmente 1,000 mL en matraces de 2.8 a 4 L) que se cultivan para alimentación o como un paso intermedio en cultivos a gran escala, donde se usan como inóculos para 20 a 40 Cultivos L. Para mantener cultivos de alta calidad, las transferencias deben realizarse durante la fase de crecimiento exponencial, con un inóculo de al menos 10 a 20 por ciento del volumen total o una concentración inicial de alrededor de 105 células / ml, para promover un rápido crecimiento de la población.

A lo largo del proceso de ampliación, la contaminación es una amenaza constante y la limpieza y la atención a los detalles son fundamentales. Los contaminantes pueden ser químicos o biológicos y pueden tener su origen en una o varias fuentes. Un contaminante químico común es el cloro residual del proceso de esterilización, mientras que los contaminantes biológicos pueden incluir: 1) niveles excesivos de bacterias (indicados por agua turbia), 2) protozoos o rotíferos (el agua de cultivo cambia de color y se aclara), 3) microalgas competidoras (cambio de color o costra adherida a las paredes del recipiente de cultivo) y 4) macroalgas (hebras verdes o marrones adheridas a las paredes del recipiente de cultivo). La identificación de contaminantes bacterianos y microalgas generalmente requiere un aumento de 100X a 400X, mientras que la contaminación por protozoos se puede observar con un aumento de 15X a 40X (Hoff y Snell, 2008). Las posibles fuentes de contaminación se muestran en la Figura 7.

Estimación de la densidad de las algas

La estimación de la densidad de las algas es una parte inherente de cualquier sistema de producción de algas. La biomasa de algas es el criterio utilizado para determinar cuándo transferir el inóculo mediante diluciones seriadas a cultivos de mayor volumen y para determinar los volúmenes de cosecha de cultivos en producción. Para cultivos madre e iniciadores, la medición más precisa de la densidad celular se puede realizar utilizando un portaobjetos Palmer-Maloney o un hemacitómetro.

La cámara del tobogán Palmer-Maloney no tiene reglas y es circular. Tiene 17,9 mm de diámetro, 400 µm de profundidad y un área de 250 mm 2, para un volumen total de 0,1 mL. Incluso se pueden detectar microalgas muy pequeñas en concentraciones bajas (10 por ml). Los hemacitómetros son portaobjetos de vidrio grueso con dos cámaras en la superficie superior, cada una de las cuales mide 1,0 x 1,0 mm. Se coloca un cubreobjetos especial sobre estas dos cámaras, dando una profundidad de 0,1 mm y un volumen total en cada cámara de 0,1 mm 3. La base de cada cámara está marcada con una cuadrícula para ayudar a contar las células dentro del área (Fig. 8). Antes de contar las especies de algas móviles, se deben agregar una o dos gotas de formalina al 10 por ciento a una muestra de 10 a 20 ml del cultivo que se va a contar. Con el cubreobjetos en posición, se introducen una o dos gotas de la muestra de algas mediante una pipeta Pasteur para llenar ambas cámaras.

La rejilla central de cada cámara se subdivide en 25 cuadrados, cada uno de los cuales mide 0,2 x 0,2 mm y se subdivide en 16 cuadrados (0,05 x 0,05 mm). Por lo tanto, el volumen de cada cuadrícula es 0.2 x 0.2 x 0.1 mm = 0.004 mm 3. Para determinar la densidad celular:

  • Cuente el número de celdas en diez cuadrículas de 0,2 x 0,2 mm seleccionadas al azar y calcule el promedio (como ejemplo, un promedio de 42,5 celdas / cuadrícula).
  • Multiplique el promedio (42,5 celdas) por 250 para obtener 10625 celdas / mm 3 (0,004 mm 3 x 250 = 1 mm 3).
  • Dado que hay 1,000 mm 3 en 1 mL, multiplique el valor en el segundo paso por 1,000 para obtener células / mL. 42,5 x 250 x 1,000 = 10,625,000 células / mL, 10,625 millones de células / mL (10,62 x 10 6).

El contador Coulter, ahora llamado “multisizer”, fue desarrollado originalmente para contar células sanguíneas. Las células de las algas pasan a través de una pequeña abertura (de 2 a 10 µm) y una ligera corriente eléctrica viaja entre dos electrodos.Cada vez que una celda pasa entre los electrodos, se impide la corriente y se cuenta la celda. Las ventajas del Coulter Counter son su precisión y eficiencia; las desventajas son que no discrimina entre células de algas y otras partículas, el cultivo denso necesita diluirse para obtener un recuento preciso y son costosos.

Para cultivos más grandes, ¿un espectrofotómetro o fluorómetro que mida la clorofila? El contenido de un cultivo de algas se puede utilizar para obtener una aproximación rápida de la densidad celular. Se deben preparar gráficos que comparen la densidad celular y las lecturas en cualquiera de los instrumentos para cada especie de alga. Sin embargo, ¿la clorofila? El contenido en una célula de algas no es constante y varía con el estado nutricional de la célula. Esto afectará la precisión de las estimaciones de densidad celular derivadas con estos instrumentos.

Una forma económica de estimar la densidad de algas en cultivos grandes es utilizar un “disco de Secchi”, una técnica que los biólogos de campo han utilizado durante décadas. Una vez calibrados para las especies de microalgas en cultivo, los discos de Secchi pueden proporcionar una estimación razonablemente precisa de la densidad celular de las algas (Hoff y Snell, 2008).

Cultura intermedia

Se utilizan volúmenes de cultivo intermedios, típicamente matraces de 4 L a bombonas de 20 L, para inocular recipientes más grandes, típicamente cilindros de fibra de vidrio translúcidos de 100 a 200 L o bolsas de polietileno, o incluso tanques y conductos de fibra de vidrio más grandes. La complejidad de la operación de cultivo depende de la necesidad de algas y de las limitaciones de costes. El sistema de cultivo más simple puede ser solo una versión ampliada de los cultivos iniciadores utilizando matraces de 4 L o garrafones de 20 L. El agua de mar estéril enriquecida con nutrientes con un inóculo debe airearse con una mezcla de 2 por ciento de CO2 transportado en aire comprimido. La iluminación para el crecimiento del cultivo es proporcionada por lámparas fluorescentes, generalmente montadas externamente a los matraces de cultivo. El número de lámparas utilizadas viene determinado por la altura y el diámetro de los recipientes de cultivo, con el objetivo de proporcionar de 15.000 a 25.000 lux medidos en el centro del recipiente de cultivo vacío. Dos lámparas de 65 u 80 W son suficientes para iluminar matraces de vidrio de 3 L, que tienen unos 18 cm de diámetro, mientras que para bombonas de 20 L son necesarias cinco lámparas de la misma potencia luminosa (Fig. 9).

Los cultivos de 4 a 8 días a partir de bombonas (20 L) se utilizan para inocular cilindros de fibra de vidrio translúcida de 200 L o bolsas de cultivo de polietileno. En la mayoría de los casos, estos cultivos de mayor volumen se alojan en invernaderos y reciben luz natural (la iluminación adecuada de las bombillas fluorescentes suele tener un costo prohibitivo). Los recipientes se llenan con agua de mar filtrada, irradiada con UV y normalmente clorada / declorada, enriquecida e inoculada. Cada cilindro está etiquetado cuidadosamente para documentar la fecha del proceso de esterilización, el enriquecimiento y las especies inoculadas. En condiciones ambientales óptimas, el cultivo se recolectará en 4 días o se utilizará para inocular cultivos a gran escala en tanques o estanques al aire libre. (Figura 10).

Sistemas de cultivo por lotes, semicontinuos y continuos

Debido a que el cultivo de microalgas produce altas concentraciones de células, la mayoría de los laboratorios solo requieren pequeños volúmenes de algas como alimento. Estos pueden cultivarse en recipientes de 4 L o en garrafones de 20 L utilizando protocolos de cultivo "por lotes". Los criaderos comerciales, que requieren volúmenes mucho mayores de algas, a menudo utilizan sistemas de cultivo continuos o semicontinuos.

Los cultivos por lotes se inoculan con las especies deseadas que crecerán rápidamente en condiciones óptimas hasta que la tasa de división celular comience a disminuir, lo que indica la transición de la fase exponencial a la fase estacionaria. En ese momento, el cultivo se cosecha por completo y el recipiente se lava, se vuelve a llenar (con medio enriquecido esterilizado) y se inocula para comenzar un nuevo cultivo. El cultivo por lotes se usa generalmente para especies delicadas o para diatomeas de rápido crecimiento. Aunque el cultivo por lotes se considera el método de producción menos eficiente, es predecible y la contaminación es menos probable que en los cultivos semicontinuos que permanecen en producción durante varias cosechas. Debido a que se cosecha todo el cultivo, el rendimiento por tanque es menor que en los sistemas semicontinuos, por lo que se requieren más tanques para el mismo nivel de producción (Fulks y Main, 1991).

Los cultivos semicontinuos comienzan de la misma manera que los cultivos por lotes, pero en lugar de recolectar todo el volumen, se recolecta del 25 al 50 por ciento del volumen en el punto en que la luz se ha convertido en un factor limitante (fase exponencial tardía). El volumen cosechado se reemplaza luego con medio de cultivo recién preparado y las células de algas restantes sirven como inóculo. Los cultivos semicontinuos crecen rápidamente y se pueden recolectar cada 2 o 3 días. De esta forma, se puede prolongar la vida de un cultivo. Los cultivos de algunas especies más resistentes, como Tetraselmis suecica, durarán 3 meses o más con cosechas del 25 al 50 por ciento del volumen de cultivo tres veces por semana. El cultivo semicontinuo se utiliza principalmente con especies de flagelados más resistentes. Los cultivos semicontinuos se pueden cultivar en interiores o exteriores. Su longevidad es impredecible, especialmente al aire libre, porque los competidores, depredadores, bacterias y / u otros contaminantes y metabolitos se acumulan y hacen que el cultivo sea inadecuado (Guillard y Morton, 2003).

Droop (1975) define el cultivo continuo como "cultivos de flujo continuo en estado estacionario en los que la tasa de crecimiento se rige por la tasa de suministro del nutriente limitante". Los sistemas de cultivo continuo están delicadamente equilibrados para que los organismos de cultivo se recolecten continuamente y los medios enriquecidos con nutrientes se repongan continuamente, de acuerdo con la tasa de crecimiento (rendimiento sostenible) del cultivo.

Para recolectar algas de forma continua a un nivel ajustado a la tasa de crecimiento específica máxima (fase exponencial) de la especie de cultivo, se pueden utilizar dos dispositivos de control y seguimiento: quimiostatos y turbidostatos. En ambos casos, los medios nuevos y estériles ingresan al recipiente de cultivo, desplazando los medios viejos y las células de algas que se recolectan a través de un puerto de desbordamiento. Los quimiostatos actúan según el principio de nutrientes limitados, por lo que si la concentración del nutriente limitante (p. Ej., Nitrato) cae por debajo de cierto nivel, se agrega una cantidad fija de solución nutritiva, la tasa de crecimiento de las algas está regulada por el nutriente limitante, no por la densidad celular, y el flujo es continuo (James et al., 1988). Los turbidostatos tienen monitores fotoeléctricos conectados a válvulas solenoides que controlan la extracción de la suspensión de algas y la adición de medio fresco en función de la densidad celular (midiendo la turbidez) el flujo no es continuo. Se han desarrollado una variedad de modelos matemáticos que, teóricamente, pueden maximizar la producción de sistemas cosechados continuamente (según la tasa de crecimiento de algas, la tasa de dilución óptima y la concentración de nutrientes), pero en la práctica, las manipulaciones del cultivo se determinan empíricamente después de una serie de varios ensayos. (Sorgeloos et al., 1976 Laing y Jones, 1988 Landau, 1992).

Cultivo en bolsas de polietileno

Los tubos de polietileno de gran calibre se pueden cortar a una longitud adecuada y un extremo se puede sellar con calor para formar un recipiente de cultivo flexible y estéril que puede ser un cilindro o una bolsa oblonga (Baynes et al., 1979 Trotta, 1981). El diseño del recipiente de cultivo se basa en el utilizado por SeaSalter Shellfish Company Ltd. (Farrar, 1975). Los contenedores formados de esta manera se pueden reforzar apoyándolos dentro de un marco de malla de acero recubierto de plástico (Fig. 11). O bien, los cilindros se pueden suspender, con o sin malla de soporte lateral, si el diámetro de la bolsa es menor de 30 cm y la altura menor de 200 cm.

El cultivo continuo de microalgas en bolsas de polietileno tiene varias ventajas: 1) un recipiente sellado tiene menos probabilidades de contaminarse que un recipiente rígido con la parte superior o tapa abierta 2) las bolsas no requieren mantenimiento y limpieza diarios y 3) su instalación es más económica y use el espacio de manera más eficiente. Las bolsas son la forma menos costosa de construir recipientes de cultivo a gran escala. Dichos contenedores se pueden utilizar en interiores con iluminación artificial o en exteriores con luz natural. Las bolsas de polietileno tienen una vida útil relativamente corta porque la superficie interna atrae los restos de cultivo y las bacterias que reducen la penetración de la luz y son una fuente de contaminación. Al final de un ciclo de cultivo, es necesario reemplazar la bolsa.

Los cultivos en bolsa al aire libre a gran escala a menudo se colocan horizontalmente para maximizar la penetración de la luz solar (Fig. 12). Estos sistemas de gran volumen se utilizan a menudo para inducir floraciones de múltiples especies que son más adecuadas para la alimentación de crustáceos juveniles en sistemas de cría o crustáceos adultos en sistemas de reproductores, en lugar de para la producción en criaderos. La velocidad a la que se desarrolla una floración está relacionada con la composición de la especie, el volumen y la densidad celular del inóculo, la cantidad, calidad y duración de los niveles de nutrientes ligeros y la temperatura.

Concentración de biomasa de algas

En la mayoría de los criaderos, las microalgas se alimentan en forma líquida directamente a los tanques de cultivo de animales. Recientemente, sin embargo, ha habido interés en la concentración de algas para reducir el volumen de agua de cultivo de microalgas (y posibles contaminantes) introducidos en los tanques de cultivo. El uso de "pasta de algas" o concentrado ha ganado popularidad porque durante los períodos de producción excesiva, el concentrado reduce en gran medida el espacio físico requerido, se puede refrigerar hasta que se necesite y se puede diluir cuando se usa. Sin embargo, la calidad nutricional de las microalgas puede ser una preocupación si el concentrado se almacena durante períodos prolongados. Aunque este concepto no es nuevo para la acuicultura (Barnabe, 1990), la pasta de algas en forma fresca o preservada se ha vuelto comercialmente disponible recientemente.

Para cosechas a pequeña escala, las mallas filtrantes o los filtros de cartucho (de 1 a 5 µm) son eficaces. Las células concentradas se lavan con agua limitada y luego se usan, refrigeran o conservan (Hoff y Snell, 2008). La floculación química que utiliza agentes orgánicos naturales como gelatina, quitosano y alginato de sodio se puede utilizar para concentrar microalgas para alimentar crustáceos y alimentadores de detritos bentónicos. La centrifugación se utiliza para concentrar cultivos de gran volumen. Las centrífugas de flujo continuo (por ejemplo, Sharples PenwaltTM) se utilizan para concentrar cultivos de microalgas en pasta. Tanto la floculación química como la centrifugación han demostrado ser adecuadas en términos de eficiencia y densidad celular cuando se preparan concentraciones para alimentos acuícolas (Heasmann et al., 2000).

Sistemas avanzados de producción de algas

Hay varios nuevos sistemas de producción de microalgas en el mercado que se denominan colectivamente "AAP" (sistemas avanzados de producción de algas) o fotobiorreactores. Los sistemas de fotobiorreactores pueden proporcionar densidades de algas más altas, uso de espacio más eficiente (una huella más pequeña), producción continua o semicontinua, ciclos de producción más largos con menos contaminación y menores requisitos de mano de obra (Ellis y Laidley, 2006). En general, se están produciendo tres tipos de sistemas: 1) fotobiorreactores tubulares, 2) fotobiorreactores de columna o cilindro y 3) fotobiorreactores de panel plano o placa (Tredici et al., 2009).

Los sistemas fotobiorreactores cerrados tienen varias ventajas sobre los sistemas convencionales de producción de microalgas en estanques o en tanques. Aún así, tienen limitaciones, como el sobrecalentamiento, la acumulación de oxígeno, la bioincrustación y el esfuerzo cortante (Ellis y Laidley, 2006). Muchos de estos diseños aún están en evaluación, por lo que se recomienda al lector que revise las especificaciones de estos sistemas, incluidos los costos de compra y construcción, la eficiencia operativa, la aplicación práctica a sus necesidades de producción, etc. (Anderson, 2005 Tredici, et al., 2009).


Biocombustibles de segunda generación: microalgas de alta eficiencia para la producción de biodiésel

El uso de combustibles fósiles ahora se acepta ampliamente como insostenible debido al agotamiento de los recursos y la acumulación de gases de efecto invernadero en el medio ambiente que ya han superado el umbral "peligrosamente alto" de 450 ppm de CO.2-mi. Para lograr la sostenibilidad ambiental y económica, se requieren procesos de producción de combustibles que no solo sean renovables, sino que también sean capaces de secuestrar el CO atmosférico.2. Actualmente, casi todas las fuentes de energía renovable (por ejemplo, hidroeléctrica, solar, eólica, mareomotriz, geotérmica) se dirigen al mercado de la electricidad, mientras que los combustibles representan una proporción mucho mayor de la demanda mundial de energía (∼66%). Por lo tanto, los biocombustibles se están desarrollando rápidamente. Los sistemas de microalgas de segunda generación tienen la ventaja de que pueden producir una amplia gama de materias primas para la producción de biodiesel, bioetanol, biometano y biohidrógeno. Actualmente, el biodiesel se produce a partir de aceite sintetizado por cultivos de combustible convencionales que recolectan la energía del sol y la almacenan como energía química. Esto presenta una ruta para la producción de combustibles renovables y neutros en carbono. Sin embargo, los suministros actuales de cultivos oleaginosos y grasas animales representan solo aproximadamente el 0,3% de la demanda actual de combustibles para el transporte. El aumento de la producción de biocombustibles en tierras cultivables podría tener graves consecuencias para el suministro mundial de alimentos. Por el contrario, la producción de biodiésel a partir de algas se considera una de las formas más eficientes de generar biocombustibles y también parece representar la única fuente renovable actual de petróleo que podría satisfacer la demanda mundial de combustibles para el transporte. Las principales ventajas de los sistemas de microalgas de segunda generación son que: (1) Tienen una mayor eficiencia de conversión de fotones (como lo demuestra el aumento de los rendimientos de biomasa por hectárea): (2) Se pueden cosechar por lotes casi todo el año, proporcionando una suministro confiable y continuo de aceite: (3) Puede utilizar corrientes de agua salada y residual, reduciendo así en gran medida el uso de agua dulce: (4) Puede acoplar CO2-Producción de combustible neutra con CO2 secuestro: (5) Producir biocombustibles no tóxicos y altamente biodegradables. Las limitaciones actuales existen principalmente en el proceso de recolección y en el suministro de CO2 para una producción de alta eficiencia. Esta revisión proporciona una breve descripción de los sistemas de producción de biodiésel de segunda generación que utilizan microalgas.

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Construye tu propio fotobiorreactor

Este proyecto intenta crear un diseño para una cámara de cultivo que cumpla con los requisitos fisiológicos de las algas para un crecimiento máximo.

El objetivo es darle al estudiante la oportunidad de utilizar la metodología científica para diseñar una prueba de diseño de fotobiorreactor.

  • ¿Se puede encontrar un diseño de fotobiorreactor económico que se adapte a las necesidades de crecimiento de las algas?
  • ¿Qué tipo de fuentes de luz optimizarán el crecimiento de algas?
  • ¿Se puede mantener un pH adecuado en el fotobiorreactor?
  • ¿Se puede desarrollar un esquema de mezcla para remover las algas?
  • ¿Se puede mantener una temperatura adecuada en el reactor?
  • ¿Se puede encontrar una fuente de nutrientes adecuada para las algas?
  • ¿Se puede mejorar el diseño inicial del fotobiorreactor?

Las algas necesitan luz solar, una fuente de carbono, nutrientes (nitrógeno o silicio) y agua para crecer. También se benefician de revolver.

Las algas requieren energía lumínica para convertir el dióxido de carbono en los compuestos orgánicos necesarios para el crecimiento. Si se expone a la luz solar directa, su crecimiento puede inhibirse. Si se utiliza iluminación artificial, se prefieren los tubos fluorescentes que emiten luz azul o roja. La luz artificial debe estar disponible durante 18 horas al día.

El pH del agua en la que se cultivan las algas debe estar entre 7 y 9.

Es deseable agitar para que todas las algas estén igualmente expuestas a la luz y a los nutrientes. Las algas deben removerse todos los días. Sin embargo, no todas las algas pueden tolerar una mezcla vigorosa.

La temperatura del agua debe estar entre 20 y 24 grados C. Las temperaturas por debajo de los 16 grados C frenarán el crecimiento, mientras que las temperaturas superiores a los 35 grados C son letales para las algas.

Un fotobiorreactor es una cámara que alberga y cultiva algas. Mantiene las condiciones adecuadas de luz, nutrientes, aire y temperatura para el cultivo.

  • Los materiales necesarios para completar este proyecto dependen totalmente del estudiante. Un fotobiorreactor muy básico podría hacer uso de tres botellas de un litro de agua purificada, azúcar, levadura, sellador de silicona, taladro, tubería de aire de 6 mm para acuarios y algas (ver el Proyecto de la Feria de Ciencias titulado & ldquoDióxido de Carbono y Algas & rdquo y presentado en este grupo).
  1. Revise los requisitos de crecimiento de las algas.
  2. Diseñe un fotobiorreactor económico que hará que las algas crezcan más rápido. Tenga en cuenta lo siguiente:
  • La luz no debe ser demasiado intensa. Si las algas se exponen a la luz solar directa o si están demasiado cerca de una luz artificial, su crecimiento puede verse inhibido. Si opta por la luz artificial, debe utilizar un tubo fluorescente que emita luz azul o roja. (Estas son las partes más activas del espectro de luz para la fotosíntesis). La luz deberá estar encendida al menos 18 horas al día.
  • Un cultivo de algas puede colapsar por completo si el pH cae fuera del rango entre 7 y 9. Durante el crecimiento de algas, el pH puede subir a 9, lo que puede compensarse mediante la adición de dióxido de carbono al reactor.
  • Mezclar las algas asegura que todas las células de las algas estén expuestas a la luz y los nutrientes. La mezcla también evita que se formen gradientes de temperatura en biorreactores al aire libre.
  • La mayoría de las cepas de algas prefieren un rango de temperatura entre 20 y 24 ° C, aunque generalmente se toleran temperaturas entre 16 y 27 ° C. Muchas algas mueren a temperaturas superiores a 35 ° C.
  • Las algas requieren nutrientes para un crecimiento óptimo.
  1. Recolecte algunas algas de una fuente natural como un estanque, pantano, pantano, piscina o baño de pájaros. Si no puede localizar una fuente natural, pruebe con una casa de suministros biológicos / científicos.
  2. Mide la cantidad de algas recolectadas.
  3. Introduce las algas en el fotobiorreactor.
  4. Mide el crecimiento de las algas después de dos semanas. Modifique el diseño del fotobiorreactor según sea necesario con miras a mejorar el rendimiento de algas.

Condiciones: Fotosíntesis Algas Dióxido de carbono pH ligero Nutrientes Fotobiorreactor

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Integración del cultivo de microalgas con la remediación de residuos industriales para la producción de biocombustibles y bioenergía: oportunidades y limitaciones

Actualmente existe un interés renovado en el desarrollo de microalgas como fuente de energía renovable y combustible.Las microalgas tienen un gran potencial como fuente de biomasa para la producción de energía y combustibles líquidos fungibles para el transporte. Sin embargo, las tecnologías necesarias para el cultivo, procesamiento y conversión a gran escala de biomasa de microalgas en productos energéticos están poco desarrolladas. Las microalgas ofrecen varias ventajas sobre los cultivos tradicionales de biocombustibles de 'primera generación' como el maíz: estas incluyen una productividad superior de la biomasa, la capacidad de crecer en tierras de mala calidad no aptas para la agricultura y el potencial de crecimiento sostenible mediante la extracción de macro y micronutrientes de las aguas residuales y emisiones de chimeneas industriales. Integrando el cultivo de microalgas con el tratamiento de aguas residuales municipales y CO industrial2 Las emisiones de las centrales eléctricas de carbón es una estrategia potencial para producir grandes cantidades de biomasa y representa una oportunidad para desarrollar, probar y optimizar las tecnologías necesarias para hacer que los biocombustibles de microalgas sean más rentables y eficientes. Sin embargo, se deben tener en cuenta muchas limitaciones para el eventual despliegue de esta tecnología y se deben desarrollar estrategias de mitigación antes de que el cultivo de microalgas a gran escala pueda convertirse en una realidad. Como estrategia para CO2 biomitigación de emisores de fuentes puntuales industriales, el cultivo de microalgas puede estar limitado por la disponibilidad de tierra, luz y otros nutrientes como N y P. La eliminación efectiva de N y P de las aguas residuales municipales está limitada por la capacidad de procesamiento de los sistemas de cultivo de microalgas disponibles. Se discuten las estrategias para mitigar las limitaciones.

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Ver el vídeo: Datos técnicos del cultivo de microalgas. Fases autotrófica, heterotrófica, biofilm. Iluminación (Julio 2022).


Comentarios:

  1. Sar

    En mi opinión, él está equivocado. Intentemos discutir esto. Escríbeme en PM.

  2. Fitz Adam

    A mí una situación similar. Podemos examinar.



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