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Mecanismo de trabajo del operón triptófano

Mecanismo de trabajo del operón triptófano


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El operón Trp tiene 2 métodos para verificar la presencia de triptófano, uno indica la ausencia de Trp libre y el otro la ausencia de tRNA Trp cargado. Si ambos métodos muestran ausencia de Trp, hay síntesis de triptófano. Sin embargo, la síntesis de triptófano involucra 5 enzimas a sintetizar, y generalmente encontramos todos los aminoácidos en una proteína como una enzima. Por lo tanto, existe una alta probabilidad de que Trp se encuentre en estas 5 enzimas. ¿De dónde viene ese Trp si no hay triptófano libre ni ARNt cargado para Trp?


Tiene razón en que si realmente hubiera una falta total de Trp, entonces la célula no podría producir las enzimas. Pero la célula no tiene que esperar hasta que [Trp] caiga completamente a cero; puede inducir la expresión del operón cuando la concentración es lo suficientemente baja (en la práctica, existe una relación continua entre [Trp] y la expresión). Tenga en cuenta que siempre habrá un poco de Trp, ya que constantemente hay proteínas que se degradan (y resintetizan).

Pero estás en algo; de hecho, existe un sesgo hacia un menor uso de un aminoácido en particular en las enzimas que son responsables de sintetizar ese aminoácido. Aquí está el documento: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC1839009/ aunque el efecto no es tan alto para el triptófano.


Mecanismo de trabajo del operón triptófano - Biología

Bacterias como E. coli necesitan aminoácidos para sobrevivir. Triptófano es uno de esos aminoácidos que E. coli puede ingerir del medio ambiente. E. coli también puede sintetizar triptófano utilizando enzimas codificadas por cinco genes. Estos cinco genes están uno al lado del otro en lo que se llama triptófanotrp) operón (Figura 1). Si el triptófano está presente en el medio ambiente, entonces E. coli no necesita sintetizarlo y el interruptor que controla la activación de los genes en el trp operón está apagado. Sin embargo, cuando la disponibilidad de triptófano es baja, se activa el interruptor que controla el operón, se inicia la transcripción, se expresan los genes y se sintetiza el triptófano.

Figura 1. Los cinco genes necesarios para sintetizar triptófano en E. coli están ubicados uno al lado del otro en el trp operón. Cuando el triptófano es abundante, dos moléculas de triptófano se unen a la proteína represora en la secuencia del operador. Esto bloquea físicamente que la ARN polimerasa transcriba los genes del triptófano. Cuando no hay triptófano, la proteína represora no se une al operador y los genes se transcriben.

los trp operón incluye tres regiones importantes: la región de codificación, el trp operador y el trp promotor. La región codificante incluye los genes de las cinco enzimas de biosíntesis de triptófano. Justo antes de la región de codificación está el sitio de inicio de la transcripción . La secuencia promotora, a la que se une la ARN polimerasa para iniciar la transcripción, está antes o "corriente arriba" del sitio de inicio de la transcripción. Entre el promotor y el sitio de inicio de la transcripción se encuentra la región operadora.

los trp operador contiene el código de ADN al que trp la proteína represora puede unirse. Sin embargo, el represor por sí solo no puede unirse al operador. Cuando el triptófano está presente en la célula, dos moléculas de triptófano se unen al trp represor, que cambia la forma de la proteína represora a una forma que puede unirse al trp operador. La unión del complejo triptófano-represor en el operador evita físicamente que la ARN polimerasa se una al promotor y transcriba los genes posteriores.

Cuando el triptófano no está presente en la célula, el represor por sí solo no se une al operador, la polimerasa puede transcribir los genes de la enzima y se sintetiza triptófano. Debido a que la proteína represora se une activamente al operador para mantener los genes desactivados, la trp se dice que el operón es regulado negativamente y las proteínas que se unen al operador para silenciar trp expresión son reguladores negativos .


Regulación de genes procarióticos

En bacterias y arqueas, las proteínas estructurales con funciones relacionadas generalmente se codifican juntas dentro del genoma en un bloque llamado operón y se transcriben juntos bajo el control de un solo promotor, lo que resulta en la formación de una transcripción policistrónica (Figura 1). De esta manera, la regulación de la transcripción de todos los genes estructurales que codifican las enzimas que catalizan los muchos pasos en una única vía bioquímica puede controlarse simultáneamente, porque todos serán necesarios al mismo tiempo o ninguno será necesario. Por ejemplo, en E. coli, todos los genes estructurales que codifican las enzimas necesarias para utilizar la lactosa como fuente de energía se encuentran uno al lado del otro en la lactosa (o laca) operón bajo el control de un solo promotor, el laca promotor. Científicos franceses François Jacob (1920-2013) y Jacques Monod en el Instituto Pasteur fueron los primeros en mostrar la organización de genes bacterianos en operones, a través de sus estudios sobre el laca operón de E. coli. Por este trabajo, ganaron el Premio Nobel de Fisiología o Medicina en 1965. Aunque los genes eucariotas no están organizados en operones, los operones procariotas son modelos excelentes para aprender sobre la regulación genética en general. Hay algunos grupos de genes en eucariotas que funcionan de manera similar a los operones. Muchos de los principios se pueden aplicar a los sistemas eucariotas y contribuir a nuestra comprensión de los cambios en la expresión génica en eucariotas que pueden resultar en cambios patológicos como el cáncer.

Figura 1. En los procariotas, los genes estructurales de función relacionada a menudo se organizan juntos en el genoma y se transcriben juntos bajo el control de un solo promotor. La región reguladora del operón incluye tanto al promotor como al operador. Si un represor se une al operador, los genes estructurales no se transcribirán. Alternativamente, los activadores pueden unirse a la región reguladora, mejorando la transcripción.

Cada operón incluye secuencias de ADN que influyen en su propia transcripción, estas se encuentran ubicadas en una región llamada región reguladora. La región reguladora incluye el promotor y la región que rodea al promotor, a la que factores de transcripción, proteínas codificadas por genes reguladores, pueden unirse. Los factores de transcripción influyen en la unión de Polimerasa de ARN al promotor y permitir su progresión para transcribir genes estructurales. A represor es un factor de transcripción que suprime la transcripción de un gen en respuesta a un estímulo externo al unirse a una secuencia de ADN dentro de la región reguladora llamada operador, que se encuentra entre el sitio de unión de la ARN polimerasa del promotor y el sitio de inicio de la transcripción del primer gen estructural. La unión del represor bloquea físicamente la ARN polimerasa para que no transcriba genes estructurales. Por el contrario, un activador es un factor de transcripción que aumenta la transcripción de un gen en respuesta a un estímulo externo al facilitar la unión de la ARN polimerasa al promotor. Un inductor, un tercer tipo de molécula reguladora, es una molécula pequeña que activa o reprime la transcripción al interactuar con un represor o un activador.

En procariotas, hay ejemplos de operones cuyos productos génicos se requieren de manera bastante consistente y cuya expresión, por lo tanto, no está regulada. Tales operones son expresado constitutivamente, lo que significa que se transcriben y traducen continuamente para proporcionar a la célula niveles intermedios constantes de los productos proteicos. Dichos genes codifican enzimas involucradas en las funciones de mantenimiento necesarias para el mantenimiento celular, incluida la replicación, reparación y expresión del ADN, así como enzimas involucradas en el metabolismo central. Por el contrario, existen otros operones procariotas que se expresan solo cuando es necesario y están regulados por represores, activadores e inductores.

Piénsalo

  • ¿Cuáles son las partes de la secuencia de ADN de un operón?
  • ¿Qué tipos de moléculas reguladoras existen?

A. Mecanismos de control del operón Lac

En el tracto digestivo animal (incluido el nuestro), los genes del E. coli operón lac regular el uso de lactosa como nutriente alternativo a la glucosa. ¡Piense en queso en lugar de chocolate! El operón consta de genes lacZ, lacY y lacA que se denominaron genes estructurales. Por definición, los genes estructurales codifican proteínas que participan en la estructura celular y la función metabólica. Como ya se señaló, el operón lac se transcribe en un ARNm que codifica las proteínas Z, Y y A.

Echemos un vistazo más de cerca a la estructura del operón lac y la función de las proteínas Y, Z y A (abajo).

El gen lacZ codifica y beta-galactosidasa, la enzima que descompone la lactosa (un disacárido) en galactosa y glucosa. El gen lacY codifica lactosa penetrar, una proteína de membrana que facilita la entrada de lactosa en las células. El papel del gen lacA (un transacetilasa) en el metabolismo energético de la lactosa no se comprende bien. los Yo genero a la izquierda del gen lac Z hay un gen regulador (para distinguirlo de los genes estructurales). Los genes reguladores codifican proteínas que interactúan con secuencias de ADN reguladoras asociadas con un gen para controlar la transcripción. los operador La secuencia que separa los genes I y Z es una secuencia de ADN reguladora de la transcripción.

los E. coli El operón lac suele ser silencioso (reprimido) porque estas células prefieren la glucosa como fuente de energía y carbono. En presencia de suficiente glucosa, un proteína represora (el producto del gen I) está ligado al operador, bloqueando la transcripción del operón lac. Incluso si la lactosa está disponible, las células no la utilizarán como fuente alternativa de energía y carbono cuando los niveles de glucosa sean adecuados. Sin embargo, cuando los niveles de glucosa caen, el operón lac está activo y los tres productos enzimáticos se traducen. Veremos cómo la limitación de los niveles de glucosa induce la máxima transcripción del operón lac por ambos desrepresión y directo inducción, lo que conduce a la máxima transcripción de los genes lac solo cuando es necesario (es decir, en presencia de lactosa y ausencia de glucosa). Veamos algunos de los experimentos clásicos que llevaron a nuestra comprensión de la regulación del gen de E. coli en general, y del operón lac en particular.

A finales de la década de 1950 y principios de la de 1960, Francois Jacob y Jacques Monod estaban estudiando el uso de diferentes azúcares como fuentes de carbono por E. coli. Ellos conocían ese tipo salvaje E. coli haría no producen las proteínas ( beta ) - galactosidasa, ( beta ) - galactósido permeasa o ( beta ) - galactósido transacetilasa cuando se cultivan en glucosa. ¡Por supuesto, también sabían que las células cambiarían a lactosa para el crecimiento y la reproducción si se les privaba de glucosa! Luego buscaron y aislaron diferentes mutantes de E. coli que no podían crecer con lactosa, incluso cuando no había glucosa en el medio de crecimiento. Estos son algunos de los mutantes que estudiaron:

  1. Un mutante no pudo producir la enzima ( beta ) galactosidasa activa, pero produjo permeasa.
  2. Un mutante no pudo producir permeasa activa pero produjo cantidades normales de ( beta ) - galactosidasa.
  3. Otro mutante no pudo producir transacetilasa. pero aún podría metabolizar la lactosa en ausencia de glucosa. De ahí la incertidumbre de su papel en el metabolismo de la lactosa.
  4. Curiosamente, ¡una cepa mutante no pudo producir ninguna de las tres enzimas!

Dado que los mutantes dobles son muy raros y los mutantes triples aún más raros, Jacob y Monod infirieron que la activación de los tres genes en presencia de lactosa se controlaba conjuntamente de alguna manera. De hecho, fue este descubrimiento el que definió al operón como un conjunto de genes transcritos como un solo ARNm, cuya expresión podría, por tanto, coordinarse eficazmente. Posteriormente caracterizaron la proteína represora producida por el gen lacI. Jacob, Monod y Andre Lwoff compartieron el Premio Nobel de Medicina en 1965 por su trabajo sobre la regulación de genes bacterianos. Ahora sabemos que negativo y positivo regulación de la operón lac (descritas a continuación) dependen de dos proteínas reguladoras que juntas controlan la tasa de metabolismo de la lactosa.

1. Regulación negativa del operón lac por lactosa

Consulte la ilustración siguiente para identificar a los jugadores en la desrepresión del operón lac.

El producto de la proteína represora del gen I siempre se produce y está presente en E. coli células. ¡La expresión genética no está regulada! En ausencia de lactosa en el medio de crecimiento, la proteína represora se une fuertemente al ADN operador. Tiempo Polimerasa de ARN está unido al promotor y listo para transcribir el operón, la presencia del represor unido a la secuencia del operador cerca del gen Z bloquea físicamente su movimiento hacia adelante. En estas condiciones, se realiza poca o ninguna transcripción. Si las células se cultivan en presencia de lactosa, la lactosa que ingresa a las células se convierte en alolactosa. La alolactosa se une al represor que se encuentra en el ADN del operador para formar un complejo de 2 partes, como se muestra a continuación.

El represor alterado alostéricamente se disocia del operador y la ARN polimerasa puede transcribir el laca genes del operón como se ilustra a continuación

2. Regulación positiva de la inducción del operón Lac por activación de catabolitos

El segundo mecanismo de control que regula la expresión del operón lac está mediado por CAP (cAMP unido proteína activadora de catabolitos o proteína receptora de AMPc). Cuando hay glucosa disponible, los niveles celulares de AMPc son bajos en las células y el CAP está en una conformación inactiva. Por otro lado, si los niveles de glucosa son bajos, los niveles de AMPc aumentan y se unen al CAP, activándolo. Si los niveles de lactosa también son bajos, la CAP unida a cAMP no tendrá ningún efecto. Si la lactosa está presente y los niveles de glucosa son bajos, entonces la alolactosa se une al represor lac provocando que se disocie de la región operadora. En estas condiciones, la CAP unida a cAMP puede unirse al operador en lugar de la proteína represora. En este caso, en lugar de bloquear la ARN polimerasa, el CAP unido a Camp activado induce una transcripción del operón lac aún más eficiente. El resultado es la síntesis de niveles más altos de enzimas lac que facilitan el uso celular eficiente de la lactosa como alternativa a la glucosa como fuente de energía. Máximo activación del operón lac en alta lactosa y baja glucosa se muestra a continuación.

CAP unido a cAMP es un inductor de transcripción. Lo hace forzando al ADN en la región promotor-operador a doblarse. Y dado que doblar la doble hélice afloja los enlaces H, resulta más fácil para la ARN polimerasa encontrar y unir el promotor en la hebra de ADN que se va a transcribir & hellip, y que comience la transcripción. La flexión del ADN inducida por AMPc-CAP se ilustra a continuación.

3. Regulación de Lac Operon por exclusión de inductores y operadores múltiples

En los últimos años, se han descubierto capas adicionales de regulación del operón lac. En un caso, la capacidad de permease de laca para transportar lactosa a través de la membrana celular está regulado. En otro, se ha descubierto que secuencias operadoras adicionales interactúan con un represor multimérico para controlar la expresión del gen lac.

A) Regulación del uso de lactosa por exclusión de inductores

Cuando los niveles de glucosa son altos (incluso en presencia de lactosa), el fosfato se consume para fosforilar los intermedios glucolíticos, manteniendo bajos los niveles de fosfato citoplásmico. En estas condiciones, EIIAGlc no fosforilado se une al permeasa de lactosa enzima en la membrana celular, evitando que lleve lactosa a la célula.

El papel de EIIA Glc fosforilado y no fosforilado en la regulación del operón lac se muestra a continuación.

Los altos niveles de glucosa bloquean la entrada de lactosa en las células, evitando eficazmente la formación de alolactosa y la desrepresión del operón lac. La exclusión del inductor es, por tanto, una forma lógica para que las células manejen una gran cantidad de glucosa, esté o no presente lactosa. Por otro lado, si los niveles de glucosa son bajos en el medio de crecimiento, las concentraciones de fosfato en las células aumentan lo suficiente como para que una quinasa específica fosforile el EIIAGlc. El EIIAGlc fosforilado luego sufre un cambio alostérico y se disocia de la lactosa permeasa, haciéndola activa para que pueda entrar más lactosa en la célula. En otras palabras, el inductor no está "excluido" en estas condiciones.

La quinasa que fosforila EIIA Glc es parte de un fosfoenolpiruvato (PEP) - fosfotransferasa dependiente cascada del sistema (PTS). Cuando los niveles de glucosa extracelular son bajos, la célula activa el sistema PTS en un esfuerzo por llevar la glucosa que hay alrededor a la célula. Pero la última enzima en la cascada de fosforilación de PTS es la quinasa que fosforila EIIA Glc. La EIIA Glc fosforilada se disocia de la lactosa permeasa, reactivándola y llevando la lactosa disponible a la célula desde el medio.

B) Estructura de la proteína represora y secuencias de operadores adicionales

El represor lac es un tetrámero de subunidades idénticas (abajo).

Cada subunidad contiene un hélice-vuelta-hélice motivo capaz de unirse al ADN. Sin embargo, la secuencia de ADN del operador aguas abajo del promotor en el operón consta de un par de repeticiones invertidas espaciados de tal manera que solo pueden interactuar dos de las subunidades represoras, dejando la función de las otras dos subunidades desconocidas y es decir, ¡hasta hace poco!

Recientemente se caracterizaron dos regiones operadoras más en el operón lac. Uno, llamado O2, está dentro del gen lac z sí mismo y el otro, llamado O3, se encuentra cerca del final de, pero dentro del lac yo gene. Aparte de su ubicación inusual dentro de los genes reales, estos operadores, que interactúan con las dos subunidades represoras restantes, pasaron desapercibidos al principio porque las mutaciones en la región O2 o O3 individualmente no contribuyen sustancialmente al efecto de la lactosa en la desrepresión del operón lac. Solo la mutación de ambas regiones al mismo tiempo da como resultado una reducción sustancial en la unión del represor al operón.

B. Mecanismo de control del operón triptófano

Si hay suficiente triptófano (trp) está disponible, la vía de síntesis de triptófano se puede inhibir de dos formas. Primero, recuerde cómo la inhibición por retroalimentación por exceso de trp puede inhibir alostéricamente la vía de síntesis de trp. Se produce una respuesta rápida cuando el triptófano está presente en exceso, lo que resulta en una inhibición por retroalimentación rápida al bloquear la primera de las cinco enzimas en la vía de síntesis de trp. los operón trp codifica polipéptidos que componen dos de estas enzimas.

Enzima 1 es un multimérico proteína, hecha de polipéptidos codificados por la trp5 y trp4 genes. Los productos de los genes trp1 y trp2 componen Enzima 3. Si los niveles de triptófano celular disminuyen porque el aminoácido se consume rápidamente (por ejemplo, debido a la demanda de proteínas durante el crecimiento rápido), E.coli continuarán sintetizando el aminoácido, como se ilustra a continuación.

Por otro lado, si el consumo de triptófano disminuye, el triptófano se acumula en el citoplasma. El exceso de triptófano se unirá al represor trp. El represor unido a trp luego se une al operador trp, bloqueando la ARN polimerasa para que no transcriba el operón. La represión del operón trp por trp se muestra a continuación.

En este escenario, el triptófano es un co-represor. La función de un correpresor es unirse a una proteína represora y cambiar su conformación para que pueda unirse al operador.


RESPUESTAS CORRECTAS

En las células del "codón mutante trp", la transcripción de la región codificante del péptido líder continúa incluso en ausencia de triptófano, lo que conduce a la formación de la horquilla atenuadora y la terminación temprana (MCQ 6: A MCQ 13: A). Como estas células no pueden expresar las enzimas que sintetizan triptófano, no pueden sobrevivir sin triptófano exógeno (MCQ 1: B MCQ 8: A). En las células de la “región 3 mutante”, no se puede formar la horquilla del terminador. Esto conduce a una mayor expresión de la trp operón incluso si el aminoácido está presente. En ausencia de triptófano, crecen de manera similar a las células de tipo salvaje (MCQ 9: B MCQ 10: B MCQ 12: B). Expresión innecesaria de trp El operón en presencia de triptófano ralentiza la tasa de crecimiento de estas células (MCQ 2: B MCQ 3: A MCQ 5: A). Longitud total trp Las transcripciones de operón y, por lo tanto, los complejos cromosoma-polisoma se forman en esas células solo donde la atenuación no funciona (MCQ 4: B MCQ 7: B MCQ 11: B MCQ 14: A).


Riboswitches

Proteína los represores y correpresores no son la única forma en que las bacterias controlan la transcripción de genes. Resulta que la regulación del nivel de ciertos metabolitos también se puede controlar mediante riboswitches. Un riboswitch es una sección de la región 5 'sin traducir (5'-UTR) en una molécula de ARN mensajero (ARNm) que tiene un sitio de unión específico para el metabolito (o un pariente cercano).

  • las purinas adenina y guanina
  • los aminoácidos glicina y lisina
  • mononucleótido de flavina (el grupo protésico de la NADH deshidrogenasa)
  • S-adenosil metionina (que dona grupos metilo a muchas moléculas, incluidas
    • la tapa en el extremo 5 'del ARN mensajero [Enlace]
    • para algunos genes hace que la síntesis adicional del ARNm termine antes de formar un producto funcional y
    • para otros genes, mejora la finalización de la síntesis del ARNm.
    • En ambos casos, un resultado es controlar el nivel de ese metabolito.

    Algunos riboswitches controlan el ARNm traducción en lugar de su transcripción. [Enlace]

    Se ha sugerido que estos mecanismos reguladores, que no involucran ninguna proteína, son una reliquia de un "mundo de ARN".


    Relacionar los operones con los temas de la biología

    Además de desafiar a los estudiantes a razonar con modelos y promover la comprensión de la función del trp y laca operones, esta actividad promueve la reflexión sobre las Grandes Ideas en el Marco de Biología AP (College Board, 2012). Específicamente, la actividad se puede utilizar para enseñar a los estudiantes sobre la importancia de intercambiar materia y energía con el medio ambiente y el papel de la retroalimentación en el mantenimiento de la homeostasis las consecuencias evolutivas de regular o no regular la expresión génica que los genes almacenan información sobre los éxitos de los antepasados ​​de un organismo. y que los organismos tienen propiedades emergentes complejas debido a las interacciones entre sus partes constituyentes.

    Mantenimiento de la homeostasis

    Un organismo se entiende mejor como un proceso dinámico, como una llama, más que como un objeto. Se requiere un flujo constante de materia y energía para mantener el orden frente a las tendencias desordenadas de la segunda ley de la termodinámica. La capacidad de mantener un equilibrio dinámico frente a estas tendencias perturbadoras se denomina "homeostasis". Para ayudar a mantener la homeostasis, las bacterias como E. coli organizan sus genes en operones que permiten respuestas rápidas a los desafíos planteados por las fluctuaciones desordenadas en el medio ambiente. La capacidad de una colección de elementos esencialmente "tontos" como genes y proteínas para actuar de manera aparentemente inteligente y mantener la homeostasis es el resultado del proceso llamado "retroalimentación negativa". La retroalimentación negativa determina si el operón está encendido o apagado, sobre la base de la salida del proceso en sí, y es responsable de los patrones consistentes de comportamiento generados por los organismos mediante los cuales mantienen varios aspectos de su metabolismo dentro de rangos específicos. En la retroalimentación negativa, un pequeño cambio provoca una respuesta del sistema que tiende a contrarrestar el cambio, contribuyendo así a la estabilidad del sistema. Por ejemplo, si la temperatura de su cuerpo aumenta demasiado, se inicia un comportamiento como la sudoración para enfriar el cuerpo y hacer que la temperatura vuelva al nivel normal.

    La retroalimentación negativa requiere un sensor, un mecanismo de control y un efector. El sensor monitorea el nivel actual de alguna variable e informa al mecanismo de control. El mecanismo de control "evalúa" el nivel actual de la variable y dirige la actividad del efector. En un circuito de retroalimentación negativa, el efector realiza una acción que tiende a contrarrestar los cambios, manteniendo la estabilidad. Un ejemplo fácil de entender de un mecanismo homeostático es un sistema de calefacción doméstico. La temperatura de una casa se mantiene durante el clima frío mediante un calentador que se controla mediante retroalimentación negativa. El termostato contiene un sensor que monitorea la temperatura y un mecanismo de control que compara la temperatura con un punto de ajuste, luego activa o desactiva un efector (el calentador) para causar cambios en el sistema. El resultado es una temperatura estable en el hogar.

    La acción de un operón está bajo el control del represor, que cumple una función similar a la del mecanismo de control de un termostato. El sensor es el sitio alostérico en el represor donde se une el correpresor o inductor, cambiando la conformación del represor. El efector es el sitio de unión al ADN de la proteína represora. La figura 3 ilustra un circuito de retroalimentación para el trp operón.

    Comentarios en el trp operón. La caja en forma de diamante representa un punto en el ciclo de retroalimentación donde se toma una decisión. Si los niveles de triptófano son bajos (A), los trp El operón está en sintetizar las enzimas necesarias para producir triptófano, y el nivel de triptófano en la célula aumenta. Sin embargo, si el triptófano ya está presente en niveles altos en la célula (B), una molécula de triptófano se unirá al sitio alostérico del trp proteína represora, alterando su forma de tal manera que el represor luego se une al operador bloqueando la transcripción de los genes para producir más triptófano. El nivel de triptófano en la célula disminuirá gradualmente a medida que la célula lo use para fabricar proteínas.

    Comentarios en el trp operón. La caja en forma de diamante representa un punto en el ciclo de retroalimentación donde se toma una decisión. Si los niveles de triptófano son bajos (A), los trp El operón está en sintetizar las enzimas necesarias para producir triptófano, y el nivel de triptófano en la célula aumenta. Sin embargo, si el triptófano ya está presente en niveles altos en la célula (B), una molécula de triptófano se unirá al sitio alostérico del trp proteína represora, alterando su forma de tal manera que el represor luego se une al operador bloqueando la transcripción de los genes para producir más triptófano. El nivel de triptófano en la célula disminuirá gradualmente a medida que la célula lo use para fabricar proteínas.

    Por defecto, el trp represor es inactivo y no se une al ADN. Si el triptófano no está disponible en el medio ambiente, no habrá ninguno que se una a la molécula represora inactiva. El operón estará encendido, lo que hará que se sintetice triptófano y aumente el nivel. Por el contrario, si el triptófano está fácilmente disponible, el sensor (sitio alostérico del represor) detectará su presencia y el mecanismo de control (proteína represora) activará el efector (alterará la conformación del sitio de unión al ADN del represor), haciendo que el represor se una a el operador y detenga la producción hasta que disminuya el nivel de triptófano en la celda. Se puede dibujar un diagrama similar para laca operón si se omite el control de volumen CAP. Incluir CAP complicaría un poco el diagrama, pero se puede hacer. Se sugiere dibujar un diagrama basado en la Figura 4 que también incluya CAP como una actividad de extensión para estudiantes más avanzados (ver Figura 5).

    Comentarios en el laca operón. La caja en forma de diamante representa un punto en el ciclo de retroalimentación donde se toma una decisión. Si los niveles de lactosa son altos (A), una molécula de alolactosa se unirá al sitio alostérico del laca proteína represora, alterando su forma de tal manera que el represor ya no se une al operador, liberando al promotor para que la ARN polimerasa pueda unirse. En este caso, el laca el operón está activado, sintetizando las enzimas necesarias para hidrolizar la lactosa, y el nivel de lactosa en la célula desciende. Sin embargo, si no hay lactosa en la celda (B), la proteína represora, libre de alolactosa, se unirá al operador y bloqueará la transcripción. El operón está apagado. El nivel de lactosa aumentará nuevamente solo si el huésped consume lactosa.

    Comentarios en el laca operón. La caja en forma de diamante representa un punto en el ciclo de retroalimentación donde se toma una decisión. Si los niveles de lactosa son altos (A), una molécula de alolactosa se unirá al sitio alostérico del laca proteína represora, alterando su forma de tal manera que el represor ya no se une al operador, liberando al promotor para que la ARN polimerasa pueda unirse. En este caso, el laca el operón está activado, sintetizando las enzimas necesarias para hidrolizar la lactosa, y el nivel de lactosa en la célula desciende. Sin embargo, si no hay lactosa en la celda (B), la proteína represora, libre de alolactosa, se unirá al operador y bloqueará la transcripción. El operón está apagado. El nivel de lactosa aumentará nuevamente solo si el huésped consume lactosa.

    los laca operón con CAP. Además de la interacción operador-represor, que sirve como interruptor de encendido y apagado para el laca operón, un segundo elemento de control, el sitio de unión del activador del catabolito, interactúa con la proteína activadora del catabolito (CAP) para servir como un control de volumen, marcando la tasa de transcripción hacia arriba o hacia abajo, dependiendo del nivel de glucosa. Cuando se dispone de glucosa y lactosa, E. coli muestra preferencia por la glucosa. La glucosa se utiliza como fuente de energía primaria y la laca los genes del operón se transcriben sólo a un nivel bajo. Una vez que se agota toda la glucosa, la tasa de transcripción de laca las enzimas aumentan y la célula comienza a utilizar la lactosa a un ritmo mayor. Este aumento en la tasa de transcripción es el resultado de la unión de CAP al sitio de unión de CAP justo corriente arriba del promotor y doblando el ADN de modo que la ARN polimerasa se una más fuertemente al promotor.

    los laca operón con CAP. Además de la interacción operador-represor, que sirve como interruptor de encendido y apagado para el laca operón, un segundo elemento de control, el sitio de unión del activador del catabolito, interactúa con la proteína activadora del catabolito (CAP) para servir como un control de volumen, marcando la tasa de transcripción hacia arriba o hacia abajo, dependiendo del nivel de glucosa. Cuando se dispone de glucosa y lactosa, E. coli muestra una preferencia por la glucosa. La glucosa se utiliza como fuente de energía primaria y la laca los genes del operón se transcriben sólo a un nivel bajo. Una vez que se agota toda la glucosa, la tasa de transcripción de laca las enzimas aumentan y la célula comienza a utilizar la lactosa a un ritmo mayor. Este aumento en la tasa de transcripción es el resultado de la unión de CAP al sitio de unión de CAP justo corriente arriba del promotor y doblando el ADN de modo que la ARN polimerasa se una más fuertemente al promotor.

    Es esencial que los estudiantes comprendan cómo los organismos emplean la retroalimentación negativa para mantener la homeostasis y regular la expresión génica. Sin embargo, la terminología utilizada en esta actividad (sensor, efector, y mecanismo de control) puede agregar un nivel de detalle engorroso para algunos estudiantes. A discreción de los instructores, estos términos y la Figura 3, Figura 4 y Figura 5 pueden omitirse de la discusión y aún se puede enseñar a los estudiantes los conceptos básicos de la retroalimentación negativa.

    Información sobre la evolución y el amplificador

    El mantenimiento adecuado de la homeostasis tiene implicaciones a corto plazo para el organismo individual porque la falta de mantenimiento de la homeostasis probablemente resultará en la muerte del organismo. Pero también hay implicaciones a largo plazo para la especie. Los organismos que mueren porque no pueden mantener la homeostasis no se reproducirán y sus genes se perderán del acervo genético, cambiando la estructura genética de la población.

    Las consecuencias evolutivas del buen funcionamiento de la trp y laca Los operones se hacen evidentes cuando se consideran los costos y beneficios de transcribir los genes en el operón en diferentes condiciones. Por ejemplo, si no hay triptófano presente en el ambiente, tiene sentido que el operón esté encendido y produzca triptófano, porque el triptófano es un componente básico para muchas de las proteínas que la célula necesita para funcionar. Sin embargo, si ya hay una gran cantidad de triptófano presente en el medio ambiente, entonces tiene sentido que la célula bacteriana aproveche la ganancia inesperada, en lugar de desperdiciar energía y recursos produciendo una molécula que está fácilmente disponible a bajo o ningún costo para la célula. La fabricación de cinco proteínas necesarias para la síntesis de triptófano, seguida de la síntesis del propio triptófano, consumiría una cantidad considerable de energía y materias primas que podrían usarse de manera más productiva para otro propósito. El hecho de no utilizar los recursos de manera inteligente en un entorno donde son limitados disminuirá el éxito reproductivo, por lo que los organismos con mutaciones que les impiden regular la expresión génica probablemente serán eliminados por selección natural.

    Se puede realizar un análisis de costo-beneficio similar para laca operón. El estado predeterminado del laca El operón está desactivado, por lo que ninguna de las enzimas para procesar la lactosa se sintetiza a menos que la fuente de energía potencial, la lactosa, esté realmente presente. En términos de la supervivencia del organismo frente a la competencia por recursos limitados, esto tiene mucho sentido porque evita que la célula desperdicie energía y recursos produciendo una abundancia de enzimas que no contribuirían a la supervivencia y al éxito reproductivo del organismo.

    Desde la perspectiva de la historia evolutiva de E. coli y sus anfitriones, el hecho de que los elementos genéticos descritos en estos operones existan es una consecuencia de los éxitos reproductivos de la lucha de sus ancestros por sobrevivir en sus entornos. Los genes que permiten selectivamente E. coli para producir triptófano para la biosíntesis y utilizar lactosa como fuente de energía son productos de la selección natural que actúan sobre los antepasados ​​de E. coli. Además, las bacterias residen en el tracto digestivo de los animales, por lo que las elecciones dietéticas de sus huéspedes también desempeñaron un papel en la evolución de los operones, dado que el triptófano y la lactosa deben haber estado presentes periódicamente en las dietas de los huéspedes antes de que pudiera haber ha sido la selección de los operones. Los operones representan información almacenada sobre la historia de éxitos a medida que las generaciones anteriores lucharon por sobrevivir en diversas condiciones en las entrañas de sus anfitriones.

    Interacciones y propiedades emergentes de amp

    Los sistemas vivos están organizados jerárquicamente y en cada nivel superior surgen nuevas propiedades como resultado de las interacciones entre las partes del nivel inferior. La aparición de propiedades aparentemente intencionadas de nivel superior a partir de elementos "tontos" que interactúan en un nivel inferior es un concepto difícil de comprender para los estudiantes (Resnick, 1996 Chi, 2005). En particular, el comportamiento organizado que surge de una colección de moléculas que se mueven al azar puede parecer muy poco probable para los estudiantes cuyos modelos mentales de comportamiento molecular no van más allá del modelo de bola de billar de la teoría cinética. A diferencia de las moléculas de un gas, que se mueven al azar, rebotando entre sí en un remolino caótico de actividad, las moléculas de las células están limitadas, hasta cierto punto, en sus interacciones por atracciones intermoleculares débiles, transitorias, entre sus superficies. Las superficies moleculares pueden tener regiones polares, cargadas eléctricamente o hidrófobas. En lugar de chocar y rebotar aleatoriamente, las interacciones entre las superficies de las proteínas y otras moléculas proporcionan un mecanismo que hace que las moléculas se agreguen de formas específicas y den lugar a comportamientos emergentes. Como observó Jacob (1976, p. 304), “Toda una serie de estructuras biológicas -polímeros, membranas y orgánulos intracelulares- tienen así su propia lógica interna, una lógica que no es exactamente la de los cristales tridimensionales, pero muy poco diferente. Todas estas estructuras pueden ejercer una función química solo a través de su superficie ”.

    Antes de la revolución del siglo XX que condujo a la biología molecular, el comportamiento aparentemente intencionado de los sistemas vivos dio lugar a varias formas de vitalismo: la creencia de que las explicaciones de los seres vivos requerían algún principio por encima y más allá de las leyes de la física y la química. Tales nociones han sido abandonadas por biólogos que entienden que los sistemas de elementos que interactúan pueden producir un comportamiento aparentemente intencionado como resultado de las restricciones impuestas a sus interacciones por reglas específicas, en este caso, las reglas de la química, la retroalimentación negativa y la selección natural. La mayoría de las funciones biológicas surgen de interacciones entre muchos componentes proteicos (Alberts, 1998 Hartwell et al., 1999). El enfoque de la biología celular se ha alejado de la preocupación por las moléculas de proteína individuales hacia un enfoque en los complejos moleculares que realizan las funciones de la célula (Hartwell et al., 1999). Los complejos moleculares se autoensamblan espontáneamente a partir de sus componentes proteicos individuales como resultado de sus interacciones superficiales.

    Esta tendencia a pensar en sistemas de moléculas que interactúan para generar comportamientos complejos es simplemente una continuación y extensión de las ideas que Jacob y Monod desarrollaron para explicar el laca operón. Al contemplar un diagrama del metabolismo celular, Monod comentó: “Incluso si en cada paso cada enzima realizaba su trabajo a la perfección, la suma de sus actividades solo podría ser un caos si no estuvieran entrelazadas de alguna manera para formar un sistema coherente” (1971, p. 62). La red entrelazada de moléculas en el trp y laca Los operones forman sistemas coherentes que dan como resultado un comportamiento receptivo y aparentemente inteligente por parte de E. coli.


    Regulación de la expresión genética en procariotas | Regulación genética

    La transcripción de genes está regulada en bacterias a través de un complejo de genes denominado operón. Se trata de unidades transcripcionales en las que varios genes, con funciones relacionadas, se regulan juntos. Otros genes también se encuentran en operones que codifican proteínas reguladoras que controlan la expresión génica. Los operones se clasifican como inducibles o reprimibles.

    Sistema Inducible y Represible:

    La β-galactosidasa en E. coli es responsable de la hidrólisis de lactosa en glucosa y galactosa.

    Si no se suministra lactosa a las células de E. coli, la presencia de β-galactosidasa es apenas detectable. Pero tan pronto como se agrega lactosa, aumenta la producción de la enzima β galactosidasa. La enzima cae tan rápido como se elimina el sustrato (lactosa).

    Las enzimas cuya síntesis se puede inducir añadiendo el sustrato se conocen como enzimas inducibles y el sistema genético responsable de la síntesis de dicha enzima se denomina sistema inducible. El sustrato cuya adición induce la síntesis de una enzima es inductor.

    En algunos otros casos, la situación es al revés. Por ejemplo, cuando no se suministran aminoácidos desde el exterior, las células de E. coli pueden sintetizar todas las enzimas necesarias para la síntesis de diferentes aminoácidos. Sin embargo, si se agrega un aminoácido en particular, por ejemplo, histidina, la producción de la enzima sintetizadora de histidina disminuye.

    En tal sistema, la adición del producto final de biosin & shythesis comprueba la síntesis de las enzimas necesarias para la biosíntesis. Tales enzimas, cuya síntesis se puede controlar mediante la adición del producto final, son enzimas reprimibles y el sistema genético se conoce como sistema reprimible y tímido. El producto final, cuya adición comprueba la síntesis de la enzima, es correpresor.

    En las células se encuentra una clase de moléculas llamadas represores y estos represores controlan la actividad de los genes. Un represor activo puede volverse inactivo añadiendo un inductor, mientras que un represor inactivo puede volverse activo añadiendo un correpresor.

    Modelo Operón:

    Jacob y Monod propusieron por primera vez una hipótesis para explicar la inducción y represión de la síntesis de enzimas. El esquema propuesto por ellos se llama Modelo Operon.

    Este consta de los componentes:

    Estos están directamente relacionados con la síntesis de proteínas celulares. Producen los ARNm a través de la transcripción y determinan la secuencia de aminoácidos en las proteínas sintetizadas. Todos los genes estructurales bajo un operón pueden formar una molécula de ARNm poiycistrónica o poligénica larga.

    Este se encuentra adyacente al gen estructural. Determina si los genes estructurales serán reprimidos por la proteína repre y shyssor, un producto del gen regulador. El gen operador es el sitio de unión de la proteína repre y shyssor, esta última se une al operador formando un complejo operador-represor. Cuando el represor se une al operador, no puede ocurrir la transcripción de los genes estructurales.

    Estos genes sintetizan represor. El represor puede ser un represor activo o un represor inactivo. Repressor pro & shytein tiene un sitio activo para el reconocimiento del operador y otro sitio activo para el inductor. En ausencia de una proteína inductora, el represor se une al gen ope & shyrator y bloquea el camino de la ARN poli & shymerase. Por tanto, los genes estructurales son incapaces de transcribir el ARNm y, en consecuencia, no se produce la síntesis de proteínas.

    En presencia de un inductor, la proteína represora se une al inductor para formar un complejo inductor-represor. El represor cuando se une con el inductor sufre un cambio y se vuelve ineficaz y, como resultado, no puede unirse al gen operador y es posible la síntesis de proteínas.

    El sitio real de iniciación de la transcripción se conoce como gen promotor que se encuentra a la izquierda del gen operador. Se cree que la ARN polimerasa se une y se mueve desde el sitio del promotor.

    El efector es una pequeña molécula (azúcar o aminoácido) que se puede unir a una proteína reguladora y determinará si el represor se unirá al operador o no. En el operón inducible, estas moléculas efectoras se denominan inductoras. En el operón reprimible, estas moléculas efectoras se denominan correpresoras.

    Operón inducible:

    El operón más conocido es el operón lac. El operón lac ejerce un control tanto positivo como negativo y tímido. El control negativo es en el sentido de que el operón es normalmente & # 8220on & # 8221 pero se mantiene & # 8220off & # 8221 por el gen regulador, es decir, no se permite que los genes se expresen a menos que sea necesario.

    El represor lac ejerce un control negativo. El control positivo es aquel en el que el gen regulador estimulará la producción de la enzima. La proteína activadora de catabolitos (CAP) facilita la transcripción, por lo que ejerce un control positivo. Por tanto, dos proteínas únicas están implicadas en la regulación del operón lac que son el represor lac y CAP.

    La lactosa es una molécula de disacárido. Para utilizar la lactosa como fuente de carbono y energía, las moléculas de lactosa deben transportarse desde el entorno extracelular al interior del techo y luego someterse a hidrólisis en glucosa y galaxia tímidosa. Estas reacciones son catalizadas por tres enzimas. El operón lac consta de tres genes estructurales y tímidos (lac Z, Y, A) que codifican estas tres enzimas (Fig. 17.2).

    gen lac Z: códigos para la enzima β galactosidasa que descompone la lactosa en galactosa y glucosa

    gen lac Y: códigos para la permeasa que transporta la lactosa al interior de la célula

    gen lac A: codifica la transacetilasa que transfiere el grupo acetilo de la acetil CoA a la galactosa.

    Control negativo del operón lac:

    lac repres & shysor se sintetiza a través de la actividad del gen lac I llamado gen regulador. Este represor es una proteína alostérica.

    (i) Que pueda unir el ADN lac en el sitio del operador, o

    (ii) Que se puede unir al inductor.

    En ausencia de inductor, el sitio de unión al ADN del represor es funcional. La proteína represora se une al ADN en el sitio del operador del locus lac y bloquea la transcripción de los genes lac por la ARN polimerasa. Por tanto, se inhibe la síntesis de enzima lac (fig. 17.3A).

    La lactosa no es el inductor real del operón lac. Se une al represor para aumentar su afinidad por el operador. Por otro lado, la proteína unida al represor inactivo es la alolactosa. Mientras que la β-galactosidasa descompone la lactosa en glucosa y galactosa, una reacción secundaria cambia la galactosa a alolactosa y galactobiosa.

    Esta alolactosa previene el efecto anti-lac I lac lac de la lactosa. Cuando la alolactosa (inductor) se une al represor, cambia la forma del sitio de unión al ADN, lo que hace que el represor sea inactivo y se libere del sitio del operador. Por tanto, es posible la transcripción y la transcripción de genes lac.

    Control positivo de lac Operon:

    Es un mecanismo regulador adicional que permite al operón lac detectar la presencia de glucosa, una fuente de energía alternativa y preferida a la lactosa. Si la glucosa y la lactosa están presentes, las células consumirán primero la glucosa y no utilizarán la energía dividiendo la lactosa en los azúcares que la componen.

    La presencia de glucosa en la célula apaga el operón lac por un mecanismo llamado represión de catabolitos que involucra una proteína reguladora llamada proteína activadora de catabolitos (CAP). CAP se une a una secuencia de ADN corriente arriba del promotor lac y mejora la unión y desviación de la ARN polimerasa y se mejora la transcripción del operón (Fig. 17.3B).

    CAP solo se une en presencia de un derivado de ATP llamado adenosina monofos y shifato cíclicos (cAMP), cuyos niveles están influenciados por la glucosa. La enzima adenilato ciclasa cataliza la formación de AMPc y es inhibida por la glucosa. Cuando la glucosa está disponible para la célula, la adenilato ciclasa se inhibe y los niveles de cAMP son bajos.

    En estas condiciones, CAP no se une corriente arriba del promotor y lac ope & shyron se transcribe a un nivel muy bajo. Por el contrario, cuando la glucosa es baja, la adenilato ciclasa no se inhibe, el AMPc es más alto y la CAP se une aumentando el nivel de transcripción del operón.

    Si la glucosa y la lactosa están presentes juntas, el operón lac solo se transcribirá a un nivel bajo. Sin embargo, cuando se agota la glucosa, la represión de catabolitos terminará y la transcripción del operón lac aumenta, permitiendo que se agote la lactosa disponible.

    Operón represible:

    El operón trp consta de los siguientes componentes:

    (i) Genes estructurales (trp E, D, C, B y A):

    Este operón contiene cinco genes estructurales que codifican enzimas involucradas en la biosíntesis y síntesis del aminoácido triptófano. Los genes se expresan como un solo ARNm transcrito a partir de un promotor corriente arriba.

    (ii) Gen promotor (trp P):

    Es la región promotora que es el sitio de unión para la ARN polimerasa.

    (iii) Gen operador (trp O):

    Es la región del operador la que se une al represor.

    Es la región líder que está formada por 162 nucleótidos antes del primer gen estructural trp E. Tiene cuatro regiones, la región 1 tiene el codón para trip & shytophan, las regiones 2, 3 y 4 regulan la síntesis de ARNm de los genes estructurales.

    La expresión del operón está regulada por el nivel de triptófano en la célula (fig. 17.4). Un gen regulador aguas arriba del operón trp codifica una proteína llamada represor trp. Esta proteína se une a una secuencia de ADN denominada operador trp que se encuentra aguas abajo del promotor trp y se superpone parcialmente.

    Cuando el triptófano está presente en la célula, se une a la proteína represora trp, lo que le permite unirse a la secuencia del operador trp, obstruyendo la unión de la ARN polimerasa al promotor trp y evitando la transcripción del operón.

    En ausencia de triptófano, el represor trp es incapaz de unirse al operador trp y procede la transcripción del operón. El triptófano, el producto final de las enzimas codificadas por el operón trp, actúa así como correpresor con la proteína represora trp e inhibe su propia síntesis mediante la inhibición del producto final.

    La atenuación es un mecanismo regulador alternativo que permite un ajuste fino y cambio de expresión del operón trp y otros operones (operón phe, his, leu, thr). La secuencia de ARNm transcrito entre el trp promo y el primer gen trp es capaz de formar una gran estructura de tallo-bucle que no influye en la transcripción o un tallo de bucle más pequeño que actúa como terminador de la transcripción (Fig. 17.5).

    La posición relativa de las secuencias no permite la formación de ambos vástagos a la vez. La atenuación depende del hecho de que la transcripción y la traducción y la traducción están vinculadas, es decir, los ribosomas se unen a los ARNm a medida que se transcriben y comienzan a traducirlos en proteínas.

    La unión de los ribosomas al ARNm de trp influye en cuál de los dos vástagos puede formarse y, por lo tanto, determina si se produce la terminación o no (fig. 17.5).

    Una región codificante corta corriente arriba de la región del tallo-bucle contiene codones de triptófano que se traducen antes que los genes estructurales. Cuando los niveles de triptófano son adecuados, la ARN polimerasa transcribe la región líder seguida de cerca por un ribosoma que previene la formación del bucle de tallo más grande, permitiendo que el bucle de terminación y shynator forme la transcripción final.

    Si falta tripto y shifano, se inicia la transcripción, pero no se termina posteriormente porque el ribosoma se detiene, la ARN polimerasa avanza y se forma el gran tallo-bucle. Se bloquea la formación del bucle termi- nador y se procede a la transcripción del operón. Cuando el triptófano está presente en niveles intermedios, algunas transcripciones terminan y son tímidas y otras no.

    Por tanto, la atenuación permite que la célula sintetice triptófano de acuerdo con sus requisitos exactos. En general, el represor trp determina si el operón está activado o desactivado y la atenuación determina la eficacia con la que se transcribe.

    La secuencia del ARNm sugiere que el estancamiento del ribosoma influye en la terminación en el atenuador. La capacidad del ribosoma para avanzar a través de la región líder puede controlar la transición entre estas estructuras. La estructura determina si el ARNm puede proporcionar las características necesarias para la terminación o no.

    Cuando hay triptófano, los ribosomas pueden sintetizar el péptido líder. Continuarán a lo largo de la sección líder del ARNm hasta el codón UGA, que se encuentra entre las regiones 1 y 2. Al progresar hasta este punto, los ribosomas se extienden sobre la región 2 y evitan que se empareje de bases.

    El resultado es que la región 3 está disponible para emparejarse con la región 4, generando la horquilla de termi y shynator. Por tanto, en estas condiciones, la ARN polimerasa termina en el atenuador.

    Sin embargo, cuando no hay triptófano, los ribosomas inician la traducción del péptido líder pero se detienen en los codones trp que se encuentran en la región 1. Por lo tanto, la región 1 no puede formar pares de bases con la región 2. Si esto sucede, incluso mientras el ARNm mismo está siendo sintetizada, las regiones 2 y 3 se emparejarán antes de que se transcriba la región 4.

    Esto obliga a la región 4 a permanecer en una forma monocatenaria. En ausencia de la horquilla del terminador, la ARN polimerasa continúa la transcripción más allá del atenuador.

    El operón ara (arabinosa) de F. coli con & shytains:

    (i) Tres genes estructurales (ara A, ara B y ara D) & # 8211 que codifican tres enzimas diferentes (isomerasa, quinasa, epimerasa) para el metabolismo de la arabinosa. Se cotranscriben tres genes estructurales en un solo ARNm.

    (ii) Gen promotor (PMALO) - que inicia la transcripción.

    (iii) Gen regular (ara C): la proteína reguladora de este gen ara C.

    (iv) Gen promotor (Pc): inicia la transcripción de C.

    Dos promotores PMALO y Pc están situados a 100 pares de nucleótidos en la misma región inductora e inician la transcripción en direcciones opuestas.

    La inducción del operón ara depende de los efectos reguladores positivos de dos proteínas, la proteína ara C y CAP (la proteína activadora del catabolito de unión a AMPc), los sitios de unión de estas dos proteínas se encuentran en una región llamada ara I que se encuentra entre los tres genes estructurales (ara B, ara A y ara D) y el gen regulador (ara C) (fig. 17.6A).

    La proteína ara C actúa como un regulador negativo (represor) de la transcripción de los genes estructurales ara B, ara A y ara D de la PMALO promotor en ausencia de arabinosa y AMP cíclico (cAMP). Pero actúa como un regulador positivo (un activador) de la transcripción de estos genes de la PMALO promotor cuando están presentes arabinosa y cAMP.

    Dependiendo de la presencia o ausencia de una molécula efectora como arabinosa y cAMP, el producto del gen regulador ara C puede ejercer un efecto positivo o negativo sobre la transcripción de los genes estructurales ara B, ara A y ara D (fig. 17.6B).

    Regulación postranscripcional de la expresión génica en procariotas:

    La regulación genética también puede ocurrir en procariotas en el momento de la traducción.

    Regulación autógena de la traducción:

    Hay varios ejemplos en los que una proteína o ARN regula su propia producción. Varias proteínas funcionan como represores, se unen al sitio de unión del ribosoma (o secuencia SD-Shine-Dalgarno) o al codón de iniciación del ARNm. En estos casos, el ARNm permanece intacto pero no se puede traducir. Hay algunos otros sistemas en los que el ARNm puede degradarse mediante la unión de proteínas en las secuencias específicas cortas de ARNm.

    Regulación por ARN antisentido:

    El control de la traducción de la síntesis de proteínas se puede ejercer usando ARN que es complementario al ARNm, estos ARN complementarios formarán híbridos ARN-ARNm y evitarán que el ARNm se traduzca. Este tipo de ARN se denominan ARN antisentido o ARN mic (mic = ARN complementario que interfiere con ARNm).

    Represión de la traducción:

    La represión de la traducción se produce de las siguientes formas:

    (a) Una molécula represora-efectora puede reconocer y shinizar y unirse a una secuencia específica oa una estructura secundaria específica (que involucra la región SD y el codón AUG), bloqueando así el inicio de la traducción mediante el bloqueo de la región de unión y desvío ribosomal.

    (b) Una molécula represora-efectora puede unirse a un operador (que no implica la región SD y el codón AUG) estabilizando así una estructura secundaria de ARNm inhibidora.

    (c) Una molécula efectora (una endonucleasa) puede inhibir el inicio de la traducción por escisión endonucleolítica de la región SD.

    Activación de la traducción:

    Algunos efectores o activadores positivos provocan la activación de la transcripción desestabilizando las estructuras secundarias inhibidoras en el ARNm, ya sea por simple unión y torsión o por escisión endonucleolítica. La traducción de ciertos genes puede estar influenciada por ciertos otros genes & # 8211 el fenómeno se llama acoplamiento trans y tímido.

    En algunos casos, el producto final de una vía biosintética particular se acumula y esta acumulación puede detener la síntesis de esta sustancia. El producto final actúa mediante la transformación alostérica de la primera enzima de la vía biosintética (fig. 17.7).


    Regulación genética en procariotas | Genética

    La regulación genética se refiere al control de la velocidad o la forma en que se expresa un gen. En otras palabras, la regulación genética es el proceso mediante el cual la célula determina (a través de interacciones entre ADN, ARN, proteínas y otras sustancias) cuándo y dónde se activarán los genes y cuánto producto génico se producirá.

    Por tanto, la expresión génica está controlada por un complejo de numerosos genes reguladores y proteínas reguladoras. La regulación génica se ha estudiado tanto en procariotas como en eucariotas. En procariotas, el modelo de operón de regulación génica está ampliamente aceptado.

    Este modelo de regulación génica fue propuesto por Jacob y Monod en 1961, por lo que fueron galardonados con el Premio Nobel en 1965. El operón se refiere a un grupo de genes estrechamente ligados que juntos codifican varias enzimas de una vía bioquímica particular.

    En otras palabras, el operón es una unidad de expresión y regulación de genes bacterianos, que incluye genes estructurales y elementos de control en el ADN reconocidos por productos de genes reguladores. Por tanto, el operón es un modelo que explica el mecanismo de activación y desactivación de la síntesis de proteínas de manera sistemática. Los puntos principales del modelo de operón de regulación génica se presentan a continuación.

    (i) Desarrollado por:

    En procariotas, el modelo de operón de regulación genética fue desarrollado por Jacob y Monod en 1961, por lo que fueron galardonados con el premio Nobel en 1965. Ahora, este modelo de regulación genética es ampliamente aceptado.

    (ii) Organismo utilizado:

    El modelo de operón se desarrolló trabajando con la región de lactosa [región lac] de la bacteria E. coli del intestino humano. Se estudió la regulación genética para la degradación del azúcar lactosa.

    (iii) Genes involucrados:

    En el modelo de operón de regulación génica, hay cuatro tipos de genes:

    (iv) Están implicados genes reguladores.

    Además, también participan moléculas represoras, correpresoras e inductoras.

    (iv) Enzimas involucradas:

    En la regulación genética de los procariotas intervienen cuatro tipos de enzimas. Estos son beta-galactosidasa, galactosidasa permeasa, transacetilasa y ARN polimerasa. La beta-galactosidasa cataliza la descomposición de la lactosa en glucosa y galactosa.

    La permeasa de galactosidasa permite la entrada de lactosa del medio a la célula bacteriana. La enzima transacetilasa transfiere un grupo acetilo de la acetil coenzima A a la beta galactosidasa. La enzima ARNm polimerasa controla el encendido y apagado de la transcripción.

    Tipos de operón en la regulación genética:

    En los procariotas, los operones son de dos tipos, a saber, inducibles y reprimibles. El ejemplo de un operón inducible es el operón lactosa, que contiene genes que codifican enzimas responsables del metabolismo de la lactosa.Un ejemplo de operón reprimible es el operón Trp, que codifica las enzimas responsables de la síntesis del aminoácido triptófano (trp para abreviar).

    A. Operón inducible:

    Una enzima cuya producción se mejora agregando el sustrato en el medio de cultivo se llama enzima inducible, y tal sistema se llama sistema inducible. El ejemplo de un operón inducible es el operón lactosa, que contiene genes que codifican enzimas responsables del metabolismo de la lactosa.

    En las bacterias, el operón se refiere a un grupo de genes estrechamente ligados que actúan juntos y codifican las diversas enzimas de una vía bioquímica particular.

    El modelo del operón lac de E. coli se ve así:

    Hay tres genes estructurales del operón lac, es decir, lac Z, lac Y y lac A. La función principal de los genes estructurales es controlar la síntesis de proteínas a través del ARN mensajero. La función de estos genes es la siguiente.

    Codifica la enzima beta-galactosidasa, que cataliza la descomposición de la lactosa en glucosa y galactosa.

    Codifica la enzima galactosidasa permeasa, que permite la entrada de lactosa del medio a la célula bacteriana.

    Codifica la enzima transacetilasa, que transfiere un grupo acetilo de la acetil coenzima A a la beta galactosidasa.

    Los tres genes de genes estructurales anteriores están bajo el control del gen promotor [designado P]. En el promotor, la ARN polimerasa se une al ADN y se prepara para iniciar la transcripción. La función principal del gen promotor es iniciar la transcripción de mRNS.

    El otro elemento regulador en un operón es el operador (designado O). Este es el elemento que determina si se transcriben o no los genes del operón. La función principal del gen operador es controlar la función de los genes estructurales.

    Esto se designa como I. Se expresa todo el tiempo, o de manera constitutiva, y juega un papel importante en la función del operón. Este es el gen lac I, que codifica una proteína llamada represor lac. El represor lac tiene dos dominios o regiones funcionales: uno que se une al ADN de la región del operador y otro que se une a la lactosa.

    Cuando el represor se une al operador, evita que la ARN polimerasa avance a lo largo del operón y no se produce la transcripción. La regulación del operón depende de regular si el represor se une o no al operador. La función del gen regulador es dirigir la síntesis del represor, una molécula de proteína. Su función difiere en presencia y ausencia de lactosa como se analiza a continuación.

    Cuando lactosa es ausente:

    Cuando la lactosa está ausente en el medio ambiente, los eventos ocurren de esta manera. El gen lac I se transcribe [constitutivamente, es decir, continuamente] y el ARNm se traduce, produciendo el represor lac. El represor se une al operador y bloquea la ARN polimerasa.

    Cuando se bloquea la ARN polimerasa, no hay transcripción. Por tanto, las enzimas para el metabolismo de la lactosa no se sintetizan, porque no hay lactosa para metabolizar. Por tanto, cuando no hay lactosa, no se producen enzimas metabolizadoras de lactosa.

    Cuando hay lactosa:

    Cuando la lactosa está presente en el medio ambiente, los eventos ocurren de una manera diferente. Una pequeña cantidad de lactosa entra en la célula y afecta la regulación del operón. El represor lac todavía se sintetiza. El represor puede unirse a la lactosa.

    Después de unirse a la lactosa, el represor sufre un cambio conformacional (cambio de forma). Las moléculas que cambian de forma cuando se unen a otra molécula se denominan moléculas alostéricas. Con este cambio, el represor lac no puede unirse a la región del operador. Por tanto, la ARN polimerasa no está bloqueada y es capaz de transcribir los genes del operón.

    Se producen las enzimas codificadas por esos genes. La lac permeasa transporta más lactosa al interior de la célula y la beta-galactosidasa escinde la lactosa en glucosa y galactosa. Esto puede ser metabolizado aún más por otras enzimas, produciendo energía para la célula.

    La lactosa, por tanto, es capaz de inducir la síntesis de las enzimas necesarias para su metabolismo (evitando la acción del represor). Como tal, la lactosa es el inductor del operón lac. Por tanto, cuando no hay lactosa, no se producen las enzimas que metabolizan la lactosa y, cuando hay lactosa, se producen esas enzimas.

    Mutaciones del operón Lac:

    Las mutaciones pueden afectar la regulación del operón lac de diferentes maneras, como se indica a continuación:

    (i) Mutación del gen lac I de tal manera que el represor codificado ya no se una a la lactosa. En este caso, el represor se uniría al operador independientemente de la presencia o ausencia de lactosa, y el operón nunca se transcribiría a niveles altos.

    (ii) Mutación del gen lac I de tal manera que el represor ya no se una al operador. En este caso, el operón nunca se reprimiría y la transcripción se llevaría a cabo de forma continua. Esto se conoce como transcripción constitutiva.

    (iii) Mutación en la región del operador de tal manera que el represor de tipo salvaje no la reconoce (el represor reconoce la secuencia de ADN específica de la legión del operador): En este caso, no habrá unión del represor al operador, y la transcripción continuará continuamente.

    Represión de catabolitos:

    La expresión del operón lac también se puede regular de otra forma. La glucosa es preferible a la lactosa como fuente de energía. Por tanto, si la glucosa está presente en el medio ambiente, la transcripción se reduce o el operón lac se regula negativamente.

    La transcripción del operón lac requiere otra proteína, llamada proteína activadora de catabolitos (CAP para abreviar). Esta proteína CAP se une al promotor lac y mejora la transcripción. Pero ocurre solo después de que CAP se une a una pequeña molécula llamada AMP cíclico (cAMP).

    Sin cAMP, CAP no se unirá al promotor y no se producirá ninguna transcripción. En los ejemplos previos que involucran al operón lac, podemos asumir que el cAMP estaba presente y el complejo CAP-cAMP estaba unido al promotor.

    El cAMP es producido por una enzima llamada adenil ciclasa. En presencia de glucosa en el medio ambiente, se inhibe la adenilciclasa y disminuye la producción de AMPc. Por lo tanto, no hay AMPc para unirse a CAP. En esta situación, el CAP no se unirá al promotor lac y no tiene lugar la transcripción de lac.

    De esta forma, la bacteria no produce enzimas para el metabolismo de la lactosa cuando no son necesarias debido a la presencia de glucosa. La beta-galactosidasa descompone la lactosa en glucosa y galactosa. Cuando se ha metabolizado suficiente lactosa, la glucosa (uno de los productos) se acumula y provoca la represión del operón lac.

    Méritos del modelo de operón en la regulación genética:

    1. Es un modelo muy simple pero informativo de regulación génica en procariotas.

    2. Es un modelo muy bien conocido de regulación génica en procariotas.

    3. Este modelo se basa en resultados empíricos y se ha estudiado en diferentes procariotas.

    4. Este modelo es de dos tipos, a saber:

    B. Operón represible:

    Una molécula de proteína que previene la transcripción se llama represor y el proceso de inhibición de la transcripción se llama represión. Los operones reprimibles están regulados por el producto final de la vía metabólica y no por un reactivo de la vía metabólica (como la lactosa en el operón lac).

    Un ejemplo de operón reprimible es el operón Trp. Este codifica enzimas que son responsables de la síntesis del aminoácido triptófano (trp para abreviar). El operón trp está regulado por trp, que es el producto de la vía metabólica.

    En el operón trp, el represor trp solo se une al operador cuando trp está presente (opuesto al represor lac). El represor se une a trp y sufre un cambio conformacional [cambio de forma]. Este cambio de forma le permite unirse al operador, bloqueando la transcripción. Debido a que la trp es necesaria para la represión, en este sistema se la denomina correpresora (en contraposición a que la lactosa sea un inductor).

    Cuando trp está ausente, el represor no se une al operador y se produce la transcripción. Por lo tanto, si hay mucho trp alrededor [y no se necesita más], la transcripción se bloquea. Si no hay trp alrededor [necesita sintetizarse], se produce la transcripción. En otras palabras, permite la producción de enzimas para la síntesis de trp.

    Los operones reprimibles se organizan de manera muy similar a los operones inducibles: hay genes estructurales bajo el control de un promotor y operador, y hay un gen que codifica un represor.

    La mutación afectará la regulación genética de la siguiente manera:

    (i) mutación en el gen represor de tal manera que ya no se une a trp. Cuando el represor no se une a trp, no habrá cambio en su estructura y no se unirá al operador y se producirá la transcripción.

    (ii) mutación en el gen represor de tal manera que ya no se une al represor: en tal situación tendrá lugar la transcripción.

    (iii) mutación en el operador de tal manera que ya no se une al represor: en tal situación también se producirá la transcripción.

    Mecanismo de regulación genética:

    El mecanismo de regulación genética es de dos tipos, a saber:

    (1) Regulación negativa, y

    El mecanismo de regulación de genes en el operón de E. coli y el operón de triptófano se discute a continuación:

    1. Control negativo:

    El primer cambio en el operón lac de E. coli es la proteína represora. En control negativo, la transcripción está controlada por la proteína represora, que es una proteína alostérica. La proteína represora se une a la región del operador e impide la transcripción. Previene la transcripción bloqueando la ARN polimerasa. Por tanto, cuando el represor está ligado al operador, la transcripción se apaga.

    Por tanto, el interruptor de encendido y apagado de la síntesis de proteínas está gobernado por la posición libre u ocupada del gen operador. Cuando el operador está libre, se producirá la transcripción y cuando el gen operador está bloqueado, se impide la transcripción. Si está presente un isómero de lactosa [alolaptosa], se unirá a la proteína represora y cambiará su forma. El represor modificado no se une al operador y, por tanto, permite la transcripción.

    2. Control positivo:

    El segundo interruptor en el operón lac de E. coli es la proteína activadora del catabolito [CAP]. La CAP es una proteína alostérica. La CAP se une al ADN y a una molécula pequeña llamada adenosina monofosfato cíclico [cAMP]. La CAP solo se une a la región promotora y estimula la transcripción cuando el cAMP se une al sitio alostérico.

    La concentración de cAMP está controlada por concentraciones de ATP. El ATP bajo conduce a AMPc alto y el ATP alto conduce a AMPc bajo. Si E. coli crece con glucosa, habrá un [ATP] alto y un [cAMP] bajo. Si no hay glucosa, habrá un [ATP] bajo y un [cAMP] alto.

    En ausencia de glucosa, [cAMP] es alto, se une a CAP que se une a la región promotora y estimula la transcripción. Si hay glucosa presente, [cAMP] es bajo. no se une a CAP que no puede unirse al promotor y no permite la transcripción.

    Triptófano Operón:

    El operón triptófano [en abreviatura operón trp] está regulado por trp, que es el producto de la vía metabólica. El operón trp contiene genes que producen 5 enzimas en la ruta biosintética para la producción del aminoácido triptófano.

    En el operón trp, el control negativo está asociado con una proteína represora. Sin embargo, la proteína represora solo se une al gen operador cuando se une a él un efector alostérico. El triptófano es un efector alostérico, que también se denomina correpresor en el operón trp; la transcripción está controlada por la posición libre u ocupada del represor.

    Si la proteína represora no se une al gen operador, tendrá lugar la transcripción. Si hay triptófano, no es necesario sintetizar enzimas. En tal situación, el triptófano se une a la proteína represora y ambos [trp y represor] ​​se unen al gen operador que impide la transcripción. Cuando trp está ausente, el represor no se unirá al operador y tendrá lugar la transcripción.

    En el control negativo, la proteína represora se une al ADN y detiene la transcripción. En control positivo, la proteína activadora se une al ADN y estimula la transcripción. En el sistema inducible, el efector alostérico se une y libera la proteína represora del ADN dando como resultado la transcripción. En el sistema reprimible, el efector alostérico se une y hace que la proteína represora se una al ADN impidiendo la transcripción.


    4. Observaciones finales

    Hemos desarrollado un modelo matemático de la trp sistema regulador del operón. En este modelo, se consideran los siguientes mecanismos reguladores: represión, inhibición por retroalimentación de la antranilato sintasa por triptófano y atenuación transcripcional. Sin embargo, algunas otras características se ignoran o se simplifican. Los más importantes para nuestra consideración son: Solo se considera una de las enzimas que participan en la vía catalítica de síntesis de triptófano (antranilato sintasa). Un solo tipo de molécula represora (el producto final de la trpR operón) se tiene en cuenta. La concentración de represor total (activo + inactivo) se supone constante, a pesar de que la trpR El operón está regulado negativamente por retroalimentación activa TrpR, y así la síntesis de la trp el aporepresor aumenta cuando el triptófano limita el crecimiento. Se supone que la tasa de producción de antranilato sintasa es la mitad de la de TrpE. Estas suposiciones simplificadoras son particularmente delicadas en condiciones de baja concentración de triptófano, porque la síntesis de moléculas aporrepresoras aumenta y la producción de la trp polipéptidos se ve afectado porque algunos de ellos tienen Trp residuos. Aunque existen supuestos más simplificadores (explicados en la Sección 2), consideramos que no afectan el comportamiento del modelo como lo hacen los anteriores. Se prestó especial atención a la estimación de los parámetros del modelo.

    La comparación de las simulaciones del modelo con los resultados experimentales revela que a pesar de las suposiciones simplificadoras, el modelo reproduce cualitativamente la respuesta dinámica de la actividad enzimática de wild, trpL29, y trpL75 culturas mutantes de E. coli cuando se cambian de un mínimo más triptófano a un medio mínimo. Como se ve en las Figs. 2-4, se recuperan los valores de estado estacionario para todas las cepas. Los tiempos de relajación también son reproducidos cualitativamente por el modelo. Sin embargo, el tiempo de relajación predicho por el modelo es mayor que el real en el caso de la cepa salvaje. Se observa una mejor concordancia para el trpL29 cepa mutante. En el trpL75 resultados experimentales de la cepa mutante, se observa una protuberancia antes de que se alcance el estado estacionario. El modelo también predice un bache, pero es más pequeño y de menor duración. Todas estas diferencias entre los experimentos y los resultados del modelo pueden deberse a supuestos simplificadores o una estimación deficiente de algunos parámetros.

    Las mutaciones del trpL29 y trpL75 Las cepas se simularon modificando los parámetros. kpag y B, respectivamente. Estos valores de parámetros alterados pueden comprobarse comparando las condiciones experimentales de estado estable con las del modelo. El modelo predice para el trpL75 mutante que en un medio con alto contenido de triptófano, la atenuación transcripcional en el estado estacionario es 4.9 veces mayor que para la cepa salvaje. Este resultado está de acuerdo con los datos experimentales de Zurawski. et al. (19), quienes observaron un incremento de 5 veces. Los mismos autores también reportan la tasa de síntesis de TrpE enzima en condiciones altas de triptófano. Esta tasa es 0,5 y 0,33 veces mayor que la de la cepa salvaje para el trpL29 y trpL75 cepas mutantes, respectivamente. El modelo predice tasas iguales a 0,12 y 0,023 veces la de la cepa salvaje para el trpL29 y trpL75 son. Aunque estos valores del modelo no concuerdan cuantitativamente con los experimentales, están en la misma dirección cualitativa.

    En conclusión, aunque las comparaciones aquí reportadas no son suficientes para afirmar que el modelo actual es exacto en todos los detalles, los resultados son lo suficientemente alentadores como para impulsarnos a buscar más fuentes de datos para comparar. El trabajo futuro significaría una cooperación interactiva entre el experimento y la teoría para obtener mejores estimaciones de parámetros, probar la respuesta dinámica del modelo en diferentes circunstancias y mejorar la formulación del modelo.


    16.2 Regulación de genes procarióticos

    En esta sección, explorará la siguiente pregunta:

    • ¿Qué son los operones y cuáles son las funciones de los activadores, inductores y represores en la regulación de los operones y la expresión génica?

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    La regulación de la expresión génica en células procariotas se produce a nivel transcripcional. En pocas palabras, si una célula no transcribe el mensaje del ADN en ARNm, no se produce la traducción (síntesis de proteínas). Los genes bacterianos a menudo se organizan en vías o procesos comunes llamados operones para una regulación más coordinada de la expresión. Por ejemplo, en E. coli, los genes responsables del metabolismo de la lactosa se encuentran juntos en el cromosoma bacteriano. (El modelo de operón incluye varios componentes, por lo que al estudiar cómo funciona el operón, es útil consultar un diagrama del modelo. Consulte la Figura 16.3 y la Figura 16.4.) El operón incluye un gen regulador que codifica una proteína represora que se une al operador, lo que evita que la ARN polimerasa transcriba los genes de interés. Un ejemplo de esto se ve en los genes estructurales del metabolismo de la lactosa. Sin embargo, si se inactiva el represor, la ARN polimerasa se une al promotor y se produce la transcripción de los genes estructurales.

    Hay tres formas de controlar la transcripción de un operón: control inducible, control reprimible y control activador. los laca El operón es un ejemplo de control inducible porque la presencia de lactosa "activa" la transcripción de los genes para su propio metabolismo. los trp El operón es un ejemplo de control reprimible porque usa proteínas unidas a la secuencia del operador para prevenir físicamente la unión de la ARN polimerasa. Si la célula no necesita triptófano, los genes necesarios para producirlo se desactivan. El control del activador (tipificado por la acción de la proteína activadora del catabolito) aumenta la capacidad de unión de la ARN polimerasa al promotor. Ciertos genes se expresan continuamente a través de este mecanismo regulador.

    La información presentada y los ejemplos resaltados en la sección apoyan los conceptos descritos en la Gran Idea 3 del Marco del Currículo de Biología AP ®. Los objetivos de aprendizaje enumerados en el marco curricular proporcionan una base transparente para el curso de Biología AP®, una experiencia de laboratorio basada en la investigación, actividades de instrucción y preguntas del examen AP®. Un objetivo de aprendizaje fusiona el contenido requerido con una o más de las siete prácticas científicas.

    Gran idea 3 Los sistemas vivos almacenan, recuperan, transmiten y responden a información esencial para los procesos de la vida.
    Comprensión duradera 3.B La expresión de información genética involucra mecanismos celulares y moleculares.
    Conocimiento esencial 3.B.1 La regulación genética da como resultado una expresión genética diferencial que conduce a la especialización celular.
    Práctica de la ciencia 1.4 El alumno puede utilizar representaciones y modelos para analizar situaciones o resolver problemas de forma cualitativa y cuantitativa.
    Objetivo de aprendizaje 3.21 El estudiante puede usar representaciones para describir cómo la regulación genética influye en los productos y la función de las células.
    Conocimiento esencial 3.B.2 Una variedad de transmisiones de señales intercelulares e intracelulares median la expresión génica.
    Práctica de la ciencia 1.4 El alumno puede utilizar representaciones y modelos para analizar situaciones o resolver problemas de forma cualitativa y cuantitativa.
    Objetivo de aprendizaje 3.23 El alumno puede utilizar representaciones para describir los mecanismos de regulación de la expresión génica.

    Apoyo a los profesores

    Cuando hable sobre los operones con los estudiantes, desafíelos a pensar en lo que sucedería si hubiera una mutación genética que interrumpiera la función de una de las proteínas que controla la transcripción del operón. Por ejemplo, si la proteína represora en el laca El operón tiene una mutación que evita que se una a la lactosa, entonces el represor permanecerá unido al operador y evitará la transcripción del operón incluso en presencia de lactosa. Este video describe otros dos ejemplos de mutaciones en el laca operón.

    Introducir la regulación de la transcripción en el laca operón usando imágenes como este video.

    El ADN de los procariotas está organizado en un cromosoma circular superenrollado en la región nucleoide del citoplasma celular. Las proteínas que se necesitan para una función específica, o que están involucradas en la misma vía bioquímica, se codifican juntas en bloques llamados operones. Por ejemplo, todos los genes necesarios para usar lactosa como fuente de energía están codificados uno al lado del otro en la lactosa (o laca) operón.

    En las células procariotas, existen tres tipos de moléculas reguladoras que pueden afectar la expresión de los operones: represores, activadores e inductores. Los represores son proteínas que suprimen la transcripción de un gen en respuesta a un estímulo externo, mientras que los activadores son proteínas que aumentan la transcripción de un gen en respuesta a un estímulo externo. Finalmente, los inductores son pequeñas moléculas que activan o reprimen la transcripción según las necesidades de la célula y la disponibilidad de sustrato.

    Los trp Operón: un operón represor

    Bacterias como E. coli necesitan aminoácidos para sobrevivir. El triptófano es uno de esos aminoácidos que E. coli puede ingerir del medio ambiente. E. coli también puede sintetizar triptófano utilizando enzimas codificadas por cinco genes. Estos cinco genes están uno al lado del otro en lo que se llama triptófano (trp) operón (Figura 16.3). Si el triptófano está presente en el medio ambiente, entonces E. coli no necesita sintetizarlo y el interruptor que controla la activación de los genes en el trp operón está apagado. Sin embargo, cuando la disponibilidad de triptófano es baja, se activa el interruptor que controla el operón, se inicia la transcripción, se expresan los genes y se sintetiza el triptófano.

    Una secuencia de ADN que codifica proteínas se denomina región codificante. Las cinco regiones codificantes de las enzimas de biosíntesis de triptófano están ordenadas secuencialmente en el cromosoma en el operón. Justo antes de la región de codificación está el sitio de inicio de la transcripción. Esta es la región del ADN a la que se une la ARN polimerasa para iniciar la transcripción. La secuencia promotora está cadena arriba del sitio de inicio de la transcripción. Cada operón tiene una secuencia dentro o cerca del promotor a la que las proteínas (activadores o represores) pueden unirse y regular la transcripción.

    Una secuencia de ADN llamada secuencia operadora está codificada entre la región promotora y la primera trp gen codificante. Este operador contiene el código de ADN al que se puede unir la proteína represora. Cuando el triptófano está presente en la célula, dos moléculas de triptófano se unen al trp represor, que cambia de forma para unirse al trp operador. La unión del complejo triptófano-represor en el operador evita físicamente que la ARN polimerasa se una y transcriba los genes posteriores.

    Cuando el triptófano no está presente en la célula, el represor por sí mismo no se une al operador, por lo tanto, el operón está activo y se sintetiza triptófano. Debido a que la proteína represora se une activamente al operador para mantener los genes desactivados, la trp El operón está regulado negativamente y las proteínas que se unen al operador para silenciar trp expresión son reguladores negativos.


    Ver el vídeo: Modelo del operón del Triptófano (Mayo 2022).