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¿Por qué los plásmidos se replican por sí mismos?

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Sé cómo los plásmidos pueden replicarse independientemente del genoma principal y sé que confieren varias propiedades a las bacterias y son útiles en la conjugación.

Mi pregunta es: ¿cuál es la ventaja de que el plásmido se replique por sí solo? (¿Habría alguna desventaja si estuvieran controlados por el genoma principal?)


En plásmidos con alto número de copias, el plásmido necesita una cierta densidad para poder cumplir su función. Si una célula determinada contiene unas pocas docenas de moléculas de plásmido, y esta es su densidad óptima, la forma más fácil de lograrlo es regular a la baja la replicación por su propia presencia o la presencia de uno de sus componentes. Esto también permite una segregación aleatoria durante la división celular, debida básicamente por difusión simple. También es más fácil para el plásmido alcanzar su densidad óptima una vez que ha entrado en una nueva célula por conjugación o transformación.

Los plásmidos también están sujetos a selección, por lo que es razonable suponer que cuanto más independiente y contagioso es un plásmido, mayor es su presencia en la población. De hecho, es una hipótesis razonable suponer que muchos virus son plásmidos parásitos (de hecho, muchos virus tienen una estructura genómica similar y comparten muchos rasgos con ellos).

Sin embargo, en plásmidos con un número bajo de copias, los eventos de replicación pueden depender de la replicación del genoma como usted describe (a pesar de que muchos plásmidos de este tipo todavía regulan su propia replicación por sí mismos). En este caso, sin embargo, la línea entre el plásmido y el cromosoma es menos clara. En algunos organismos, algunos plásmidos grandes parecen formar parte de la organización genómica de toda la cepa y, por lo general, contienen genes importantes. Estos plásmidos se comportan como cromosomas regulares, y segregan por los mismos mecanismos el resto del uso del genoma. Para esos plásmidos se utilizan los términos minicromosoma y megaplasmido, y la elección generalmente depende del tipo de genes que contienen.


También es interesante pensar que los plásmidos pueden ser fragmentos de ADN que se convierten en "parásitos" en la célula bacteriana que utilizan para proporcionar recursos para replicarse.


Número de copia de plásmido

En biología celular, el número de copia de plásmido es el número de copias de un plásmido determinado en una célula. Para asegurar la supervivencia y, por tanto, la propagación continua del plásmido, deben regular su número de copias. Si un plásmido tiene un número de copias demasiado alto, pueden sobrecargar excesivamente a su anfitrión al ocupar demasiada maquinaria celular y usar demasiada energía. Por otro lado, un número de copias demasiado bajo puede resultar en que el plásmido no esté presente en toda la progenie de su anfitrión. Los plásmidos pueden ser plásmidos de alto número de copias o plásmidos de bajo número de copias; los mecanismos de regulación entre estos dos tipos suelen ser significativamente diferentes. Las aplicaciones de la biotecnología pueden involucrar plásmidos de ingeniería para permitir un número de copias muy alto. Por ejemplo, pBR322 es un plásmido de bajo número de copias (

20 copias / celda) de las cuales varios vectores de clonación de número de copias muy alto (

1000 copias / celda). [1]


Tipos de orígenes de replicación

Hay muchos orígenes de replicación, por lo que, en aras de la simplicidad, hemos ignorado los que se usan en células eucariotas y virus y nos hemos centrado solo en los que se encuentran en las bacterias. Algunos de los más comunes que puede ver incluyen ColE1, pMB1 (que viene en algunos derivados ligeramente diferentes pero bien conocidos), pSC101, R6K y 15A. No todos los orígenes de replicación son iguales. Algunos producirán muchas copias de plásmidos y otros producirán solo unas pocas copias dependiendo de cómo estén regulados. Generalmente, el control de la replicación se denomina "relajado" o "estricto" dependiendo de si el o yo está regulada positivamente por ARN o proteínas, respectivamente. El número de copias de un plásmido tiene que ver con el equilibrio entre la regulación positiva y negativa y puede manipularse con mutaciones en el replicón. Por ejemplo, el pMB1 o yo mantiene alrededor de 20 copias por célula, mientras que pUC, que se diferencia en solo dos mutaciones, producirá hasta 700 copias por célula.

Figura 1: Un mapa de plásmido que muestra las características estándar de un plásmido.

Entonces, ¿cómo eliges? La científica senior de Addgene, Marcy Patrick, dice que los investigadores pueden hacerse algunas preguntas para comenzar:

  • ¿Se utilizará el plásmido exclusivamente en E. coli? ¿Bacterias Gram negativas en general? ¿Tanto Gram negativos como Gram positivos?
  • ¿Tendrá solo un tipo de plásmido en sus células a la vez?
  • ¿Quieres hacer mucho de tu plásmido?
  • ¿Es el gen tóxico en grandes cantidades? Siempre es bueno tener en cuenta que los plásmidos con un número de copias bajo o medio aún pueden expresar cantidades masivas de proteína si se les da el promotor y las condiciones de crecimiento adecuadas.

Plásmido: definición, estructura, propiedades, replicación, número de copias, tipos, funciones y aplicaciones

El plásmido es un breve, de origen natural. extra cromosómico, generalmente circular, ADN bicatenario Molécula que se replica, de forma autónoma y lleva una existencia independiente en la célula bacteriana.

El término plásmido fue dado por primera vez por Joshua Lederberg en 1952.

Propiedades del plásmido:

& # 8226 El plásmido se encuentra naturalmente en el citoplasma, por separado del cromosoma bacteriano principal y son una comparación mucho menor.

& # 8226 Los plásmidos son en su mayoría circulares superenrollado negativamente, molécula de ADN bicatenario. Pero los plásmidos lineales también se informan en géneros estreptomicetos y Borrelia. Además, los plásmidos de ARN son raros pero se informan en pocas plantas, hongos y animales.

& # 8226 Los plásmidos se encuentran normalmente en Talla gama de 1 kb a 250 kb que es mucho más pequeño que el cromosoma bacteriano.
& # 8226 Los plásmidos se consideran replicón. Se replican de forma independiente y codifican para su propia transferencia (es decir, el sitio Ori está presente).
Los plásmidos más pequeños utilizan maquinaria de replicación del ADN de la célula huésped.
El plásmido más grande porta genes para enzimas especiales específicas para la replicación del plásmido.

& # 8226 Algunos son plásmidos interogativos llamados episomas. También puede replicarse insertándolos en el cromosoma bacteriano y puede mantenerse estable en esta forma a través de numerosas divisiones celulares, pero muestran existencia independiente en algún punto.

Número de copia : El número de plásmidos en una célula bacteriana individual puede ser muy (1-100 o más) denotado por el número de copia.

& # 8226 Los plásmidos no son esenciales para la viabilidad de la célula bacteriana. pero los genes transportados por plásmidos suelen codificar rasgos beneficiosos para las bacterias. p.ej. resistencia a antibióticos, resistencia a metales pesados, factores de virulencia, fijación de N2.

& # 8226 El plásmido proporciona un mecanismo de transferencia de genes horizontal vía conjugación, transducción y transformación
Ejemplos de plásmidos: Puc 8 (E.cli), R-1, R-6, Col E1 (E. coli), Tol (Pseudomonas putida).

Estructura general del plásmido:

Los elementos estructurales de los plásmidos bacterianos pueden variar según su tamaño y función. El plásmido tiene los siguientes elementos:

Estructura del plásmido

1. Origen de la replicación : Secuencia de ADN que codifica el inicio de la replicación del plásmido mediante el reclutamiento de máquinas de transcripción bacteriana para las enzimas de replicación y proteínas amp.

2. Gen de resistencia a los antibióticos : estos genes proporcionan una ventaja de supervivencia al hospedador bacteriano y permiten la selección de bacterias que contienen plásmidos.

3. Sitio de clonación múltiple : Segmento corto que contiene varios sitios de enzimas de restricción que permiten una fácil inserción de ADN extraño.

4. Región promotora: Conduce la transcripción del inserto extraño.

5. Marcador seleccionable : Se utiliza para seleccionar células que han captado con éxito el plásmido con el fin de expresar el ADN insertado.

6. Sitio de unión del cebador : Se utiliza como punto de inicio para la amplificación por PCR o secuenciación del plásmido.

Tipos de plásmido (según la función) -

A. Fertilidad o plásmido F:

B. Resistencia o plásmido R:

C. Plásmido Col:

D. Plásmido metabólico / degradativo:

E. Plásmido de virulencia:

F. Plásmido suicida:

Tipos de plásmidos según su capacidad para transferirse a otras bacterias:

B. Plásmido no conjugativo -
Este plásmido es incapaz de iniciar la conjugación, por lo tanto, solo se puede transferir con la ayuda del plásmido conjugativo (tra-, multitud-) bajo algunas circunstancias.
P.ej. muchos plásmidos R, la mayoría de plásmidos Col.

C. Plásmido movilizable:
Esta es una clase intermedia de plásmido que lleva solo un subconjunto de genes (mob +) necesarios para la transferencia.
Parasitan otro plásmido, transfiriendo a alta frecuencia en presencia de plásmido conjugativo.
(tra +, mob +).

Replicación de plásmidos:

Los plásmidos se replican de forma autónoma y también contienen el origen del sitio de replicación. Se proponen dos modelos para la replicación de plásmidos:
1) Modelo Theta θ:
2) Modelo de círculo rodante:

1). Modelo Theta θ:

Replicación del plásmido del modelo theta

2). Modelo de círculo rodante:

Rango de host:

Número de copia:

El número de copia se refiere al número de plásmido moléculas de un individuo.
Plásmido que normalmente se encuentra en una sola célula bacteriana.
Los plásmidos se clasifican en dos tipos según la copia no.
1). Plásmido riguroso:
- Es una gran molécula de plásmido.
- tener copia baja no. Presenta 1 a 2 por celda.
2). Plásmido relajado:
- Estos plásmidos son muy pequeños.
- tener copia alta no. 50 o más por celda.

Regulación del número de copia:

El número de copias está regulado por mecanismos reguladores negativos y la tasa de ajuste de la replicación del plásmido.

1, por ARN antisentido el contador transcribe el ARN, - la replicación del plásmido se controla regulando la cantidad de cebador disponible para la replicación.

2, Reglamento por vinculación de proteínas de replicación a intrones (unidades repetidas de 18-22 pb). Regulación de la cantidad de maquinaria de replicación disponible.

3, Regulación por ct ARN y proteína, el ARN contratranscrito limita la función de la proteína de replicación esencial.

Incompatibilidad de plásmidos :

La incompatibilidad se define como la incapacidad de dos plásmidos estrechamente relacionados para coexistir establemente en la misma célula huésped.
Se pueden encontrar varios tipos diferentes de plásmidos en una sola célula, incluido más de un plásmido conjugativo diferente.
Para poder coexistir en la misma célula, diferentes plásmidos deben ser compatibles.
Por lo tanto, se pueden asignar diferentes tipos de plásmidos a diferentes grupos de incompatibilidad, en función de si pueden coexistir o no.

Grupo de incompatibilidad: dos plásmidos que no pueden coexistir en la misma célula bacteriana pertenecen a un grupo de incompatibilidad.

¿Por qué los plásmidos son incompatibles?

Fraccionamiento :

Es un proceso activo que asegura que después de la división celular cada célula hija obtenga al menos una copia del plásmido.
- Plásmido relajado cada célula hija después de la división puede obtener una copia por difusión aleatoria o segregación.
- Plásmido riguroso lo más probable es que una célula hija no haya recibido plásmido durante la segregación.

Par sistema ABS : - es un mecanismo molecular ampliamente conservado para la partición de plásmidos y la segregación de cromosomas en bacterias.

Par ABS tiene 3 elementos:
Par A - ATPas
Par B - proteína de unión al ADN
Ambos se encuentran en el mismo operón.
Par S - secuencia de acción cis, ubicada dentro o adyacente a este operón.

Confirmación de plásmidos:

Funciones / Usos del plásmido (en ingeniería genética):

Ventajas de utilizar plásmidos en ingeniería genética:

Plásmido en eucariotas:

- plásmido circular que es 6.3 KBcircular que se encuentra en la mayoría Saccharomyces cerevisiae cepa.
- 50-100 copias por genoma haploide de levadura.
- Este es el plásmido eucariota más estudiado.


Plásmidos

Staphylococcus aureus es un patógeno oportunista que causa infecciones tanto superficiales como invasivas, como sepsis, endocarditis, neumonía y osteomielitis. Debido a la frecuente aparición de cepas con resistencia a los antibióticos codificada por plásmidos, es importante comprender cómo S. aureus los plásmidos se transfieren y mantienen.

El plásmido pSA564a pertenece a la gran familia de plásmidos de resistencia a la beta-lactamasa / metales pesados, que también se puede encontrar en las temidas cepas de MRSA como S. aureus N315 y la comunidad adquirida S. aureus USA300. Muchos plásmidos de esta familia proporcionan resistencia a múltiples antibióticos, con pSK1 que codifica genes de resistencia a trimetoprima, amonio cuaternario, gentamicina, tobramicina y kanamicina. Afortunadamente, todos estos plásmidos parecen tener un rango de huéspedes muy estrecho, lo que limita su aparición a S. aureusy sugieren la existencia de un factor de host que se requiere para su replicación.

Se identificó un pequeño transcrito codificado por plásmido (ARN1) en sentido contrario al 5'-UTR del gen de iniciación de la replicación RepA en pSK1 y pN315, y se demostró que este ARN1 inhibe la traducción de la proteína RepA en pSK1. Nuestro laboratorio descubrió recientemente que la deleción de la exoribonucleasa J1 de 5 'a 3' (RNasa J1) da como resultado la pérdida de pSA564a que de otro modo se mantendría de manera estable. Mediante el uso de un vector que se replica independientemente del origen de replicación de pSA564a, podemos demostrar que el ARN1 se acumula en el mutante de ARNasa J1, lo que sugiere que la degradación eficiente del ARN1 es esencial para la replicación de pSA564a. Esta hipótesis se reforzó aún más mediante la clonación de la región que codifica RNA1 en un plásmido de copias múltiples, lo que condujo a la rápida eliminación de pSA564a. RNase J1 es un actor importante en la desintegración del ARN de bacterias Gram-positivas, pero no tiene ortólogo en E. coli, quizás explicando por qué los plásmidos de resistencia a la ßlactamasa / metales pesados ​​tienen un rango de hospedadores tan estrecho.

La helicasa DEAD-box CshA y la exonucleasa PNPasa 3 'a 5' también son factores en la desintegración del ARN y, por lo tanto, fue sorprendente que un triple mutante de ARNasa J1, CshA, PNPasa, aunque extremadamente enfermo, mantenga sin embargo la replicación de pSA564a.

Se utilizó la secuenciación del genoma completo para verificar que pSA564a no se integró en el cromosoma del triple mutante, sino que se mantuvo como un episoma, que debería depender de su propio origen de replicación. Complementar el triple mutante con CshA de tipo salvaje condujo a la pérdida inmediata de pSA564a, mientras que un mutante de sitio activo CshAK52A no lo hizo, lo que demuestra que la actividad helicasa de CshA es un factor importante para la replicación del plásmido.

El trabajo actual se centra en confirmar que la RNasa J1 es necesaria como factor huésped para otros miembros de la familia de plásmidos pSA564a, y en determinar la ruta de desintegración mediada por RNasa J1 del pequeño RNA1 regulador. Además, estamos examinando el mecanismo molecular por el cual la deleción de CshA contrarresta los efectos de la deleción de RNasa J1, y si CshA modifica directamente la formación de estructuras secundarias dentro del ARN1, el objetivo 5'-UTR o la interacción entre los dos. .

¿Lo viejo es nuevo ?: Nuevo horizonte de conjugación en la generación de la biología sintética.

Masakazu Kataoka
Shinshu Universiry, Nagano, Japón

La transferencia conjugativa de plásmidos bacterianos se ha estudiado desde el punto de vista de la propagación de la resistencia a los fármacos en el hospital y la evolución del genoma bacteriano mediante la transferencia horizontal de genes. Además, el factor F ha contribuido en gran medida en la genética de Eschericia coli, y el plásmido Ti ha abierto la puerta a la biotecnología vegetal actual. Creemos que la transferencia horizontal de genes mediante tres mecanismos principales, transformación, transfección y conjugación, ha aumentado la diversidad genética bacteriana. La transferencia conyugal tiene características adecuadas para la biología sintética, ya que está libre de la capacidad de transferir el ADN grande sin exponerlo al agua. La enorme información del genoma de varios organismos se ha acumulado con la aparición del secuenciador de próxima generación y las computadoras de alto rendimiento. La biología sintética del genoma diseñado utilizando la enorme información debe ser uno de los objetivos de la biología de próxima generación. Sin embargo, el método de manipulación y clonación de un fragmento de ADN grande sigue siendo una forma difícil, y se pueden usar especies bacterianas limitadas para la transformación artificial. Hemos estado tratando de resolver estas dificultades utilizando la transferencia conyugal, un conocimiento relativamente antiguo. En esta reunión de CSHL, me gustaría presentar y discutir nuestros tres desafíos recientes para manejar Streptomyces y Bacilo bacterias.

La transferencia conyugal para el manejo del metabolismo secundario de Streptomyces.
Usamos tres técnicas, la transferencia conyugal entre el E. coli - Streptomyces utilizando el sistema RP4, la inserción del gran fragmento de ADN en el plásmido lineal mediante el sistema de actinófagos, la transferencia conyugal entre Streptomyces por el sistema de conjugación de lineal Streptomyces plásmido. El sistema establecido se puede utilizar para mejorar diversas biosíntesis de muchas cepas de Streptomyces sin desarrollar la operación y transformación de protoplastos.

Transmisión de alta frecuencia del genoma de Streptomyces.
Desarrollamos el sistema de movilización del genoma de alta frecuencia en Streptomyces. El sistema se logró mediante la inserción de un fragmento de 4 kb que codifica genes de transferencia del plásmido de pequeño tamaño de Streptomyces RCR denominado pSN22.

Optimización por transferencia conyugal a Bacillus.
Optimizamos la transferencia conyugal entre géneros entre E. coli y B. subtilis utilizando el sistema RP4. Esperamos que esta técnica se pueda aplicar a cepas estrechamente relacionadas con B. subtilis con dificultades de transformación normal incluyendo B. natto.

Información sobre el plásmidoma de Zymomonas mobilis

Ersi Emmanouilidou 1, NikosTaliouras 1, Valia Tampakopoulou 1, Karen Davenport 2, David Bruce 3, Chris Detter 2, Roxanne Tapia 2, Cliff Han 2, Miriam L. Land 4, Loren Hauser 4, Yun-Juan Chang 4, Chrongle Pan 4 , Vassili N. Kouvelis 1, Lynne A. Goodwin 2, Tanja Woyke 2, Nikos C. Kyrpides 3, Milton A. Typas 1, y Katherine M. Pappas 1*
1 Departamento de Genética y Biotecnología, Facultad de Biología, Universidad de Atenas, Panepistimiopolis, Atenas 15701, Grecia
2 DOE Joint Genome Institute, División de Biociencias, Laboratorio Nacional de Los Alamos, Los Alamos, Nuevo México 87545
3 DOE Joint Genome Institute, 2800 Mitchell Drive, Walnut Creek, California 94598
4 Laboratorio Nacional Oak Ridge, División de Biociencias, Oak Ridge, Tennessee 37831
* correspondiente: [email protected]

Zymomonas mobilis es un organismo candidato para la producción de bioetanol a gran escala debido a su capacidad para fermentar azúcares en etanol más rápido que las levaduras y a mayores rendimientos finales. Para comprender la biología de Z. mobilis, seis cepas diferentes pertenecientes a sus principales subespecies, aisladas de varias partes del mundo, se están secuenciando en el Departamento de Energía de EE. UU. - Instituto Conjunto del Genoma en colaboración con la Universidad de Atenas (CSP_788284 (DNAseq) CSP_52 (RNAseq) http: / /jgi.doe.gov/why-sequence-zymomonas-mobilis-strains/). Los plásmidos de las cepas examinadas han recibido especial atención y se han secuenciado dos veces para cada cepa: una vez en términos de secuenciación WGS y también a partir del material plasmídico proporcionado por separado. Todos Z. mobilis las cepas albergan plásmidos que varían en números de dos a ocho por cepa, en tamaños de 1.6 kb a 53 kb, y a menudo suman hasta el 8% del genoma de una cepa. Los plásmidos más pequeños se replican en círculos rodantes con muchas copias y algunos son movilizables; son adecuados para la generación de vectores de expresión y clonación específicos de especies. Los plásmidos más grandes son de replicación theta y también son importantes para la creación de vehículos de baja copia para la introducción de genes o bibliotecas. De los más de 600 genes anotados en el secuenciado Z. mobilis En los plásmidos, los genes de interés contienen genes implicados en el metabolismo básico, la formación de estructuras, la regulación, la transposición, la inmunidad (CRISPR) y la tolerancia a agentes adversos, así como genes de mantenimiento. Entre estos últimos, están bien discernidos los genes de replicación, partición activa y toxina-antitoxina. Un montón de Z. mobilis los genes de los plásmidos son específicos de la cepa, mientras que otros tienen homólogos en diferentes cepas. Aparte de los casos en los que se encuentran regiones sinténicas distintas en plásmidos de más de una cepa, ningún plásmido particular parece haberse dispersado horizontalmente y retenido entre cepas en su totalidad. Además, y a pesar de los abundantes elementos IS alojados en la mayoría de las cepas, los cromosomas de las cepas no parecen albergar trazas de material plasmídico. De hecho, en una cepa (NCIMB 11163) se encuentra una región conjugativa completa en el cromosoma y no en ninguno de sus plásmidos (o cualquier otra cepa y plásmidos aposs), como un todo o parte de. Esto da la impresión de que el plásmidoma de Z. mobilis está muy conservado, lo que se ve reforzado por el hecho de que plásmidos de diferentes Z. mobilis Las cepas se han utilizado sistemáticamente a lo largo de los años con fines de elaboración de perfiles de deformación.

Investigación de la transferencia de plásmidos en matrices ambientales utilizando enfoques moleculares

Xavier Bellanger, H & eacutel & egravene Guilloteau, Christophe Merlin *
Laboratoire de Chimie Physique et Microbiologie pour l & aposEnvironnement, UMR 7564 Universit & eacute Lorraine - CNRS, 15 avenue du Charmois, 54500 Vandoeuvre-l & egraves-Nancy, Nancy, Francia
* correspondiente: [email protected]

La transferencia de genes de resistencia a antibióticos mediada por plásmidos es un motivo de preocupación para la salud pública, pero los entornos / condiciones permisivos que apoyan la diseminación de plásmidos son todavía bastante difíciles de identificar. Últimamente, hemos desarrollado un enfoque molecular basado en PCR cuantitativa para monitorear el destino de plásmidos conocidos en comunidades microbianas naturales mantenidas en microcosmos. Prácticamente, consiste en inocular microcosmos con una bacteria donante y monitorear la evolución tanto del plásmido como del ADN del hospedador inicial a lo largo del tiempo. Debido a que la transferencia conjugativa es una forma intercelular de replicación del ADN, la proporción de plásmido a ADN del donante aumenta en el ADN de la comunidad cuando el plásmido se disemina por conjugación en la población autóctona. En la medida en que se dispone de conjuntos muy específicos de cebadores y sondas para la cuantificación no ambigua de ADN de donantes y plásmidos, este método proporciona la ventaja de considerar la transferencia de plásmidos en una amplia gama de posibles bacterias receptoras autóctonas, cultivables o no, y es lo suficientemente sensible como para detectar eventos de transferencia poco frecuentes con un tamaño de inóculo de donante bajo (pero realista). Utilizando el plásmido pB10 de amplia gama de huéspedes IncP-1 y beta como modelo, tales experimentos de transferencia se llevaron a cabo en diversas matrices ambientales, desde sedimentos de ríos hasta lodos activados y estiércol. Estos experimentos demostraron que la transferencia del plásmido pB10 competente en conjugación en entornos complejos es relativamente rara y depende en gran medida de la matriz. La detección de eventos de transferencia exitosa en una matriz ambiental dada parecía estar relacionada con la estabilidad inicial del inóculo del donante. Dependiendo de la matriz considerada, la depredación eucariota juega un papel importante en la limitación o promoción de los eventos de transferencia de plásmidos. Un intento de vincular la estructura de la comunidad microbiana y la permisividad de la matriz mostró que el análisis TTGE no es lo suficientemente resolutivo como para señalar características comunes entre comunidades comparables que apoyan la transferencia de pB10. Sin embargo, una estimación de la abundancia de plásmidos IncP-1 & alfa / & beta mediante PCR cuantitativa demostró que la transferencia de pB10 tiende a ser apoyada por matrices ambientales que exhiben un mayor contenido de plásmidos IncP-1 & alfa / & beta. Sugerimos que la abundancia relativa de plásmidos IncP-1 en una comunidad microbiana dada refleja su permisividad a la transferencia de plásmidos pertenecientes al mismo grupo de incompatibilidad, que prevalece sobre la limitación de transferencia debido al fenómeno conocido como inmunidad a la superinfección.

Conjugar o no conjugar? La importancia de la conjugación en la persistencia de plásmidos grandes depende en gran medida del hospedador.

Porse A, Munck C, Sommer MO
Universidad técnica de Dinamarca

No se comprende bien cómo los plásmidos persisten en condiciones no selectivas en la naturaleza 1. Los primeros esfuerzos para abordar esta cuestión se llevaron a cabo en la década de 1970 mediante el modelado matemático de poblaciones portadoras de plásmidos 2, 3, 4. Estos primeros modelos predijeron una amplia gama de condiciones bajo las cuales los plásmidos conjugativos persistirán mediante la transferencia infecciosa sola. Sin embargo, a menudo se basaron en parámetros obtenidos in vitro utilizando cepas de laboratorio y plásmidos 4,5. Mientras que algunos sugieren que las tasas de transferencia altas son vitales para la supervivencia del plásmido parásito, otros argumentan que las tasas de transferencia que se predice que son necesarias no son alcanzables, ni necesarias, para la persistencia del plásmido en la naturaleza 6,7,8,9. En consecuencia, la importancia de la conjugación en la persistencia de plásmidos ha sido muy debatida en la comunidad de plásmidos 6,8,10.

Hemos investigado los cambios genéticos implicados en la adaptación del plásmido huésped entre un plásmido BLEE clínico y diferentes E. coli y K. pneumoniae Hospedadores. Utilizando la evolución adaptativa y la posterior secuenciación de la población, mostramos que la carga impuesta a las células nativas que reciben un plásmido conjugativo es causada principalmente por la propia maquinaria de transferencia conjugable y varía sustancialmente entre los huéspedes. Sugerimos que las variaciones en la capacidad de regular los genes implicados en la conjugación son la principal causa de las diferencias observadas en el costo del plásmido, lo que finalmente da como resultado la eliminación de genes no regulados. Estas observaciones destacan el equilibrio entre la transferencia horizontal y vertical e indican que el costo de aptitud, que tiene que ser compensado por la maquinaria conjugable para que el plásmido persista, depende en gran medida del origen del hospedador y que la maquinaria conjugacional puede ser fuertemente alterada. desfavorecido en ciertos anfitriones. Nuestros hallazgos agregan una capa adicional de complejidad a la discusión en curso sobre la importancia de la transferencia conjugable para la persistencia del plásmido en diversas poblaciones bacterianas.

Referencias
1 Harrison, E. y Brockhurst, M. a. La transferencia de genes horizontal mediada por plásmidos es un proceso coevolutivo. Trends Microbiol. 20, 262–7 (2012).
2 Stewart, F. & Levin, B. La biología poblacional de plásmidos bacterianos: condiciones a priori para la existencia de factores de transmisión conjugacional. Genetics 209-228 (1977).
3 Levin, B. R. y Stewart, F. M. Probabilidad de establecer plásmidos quiméricos en poblaciones naturales de bacterias. Science 196, 218-20 (1977).
4 Levin, B. R. DEREPRESIÓN TRANSITORIA Y EL MANTENIMIENTO. 483-497 (1986).
5 Slater, F. R., Bailey, M. J., Tett, A. J. y Turner, S. L. Progreso hacia la comprensión del destino de los plásmidos en las comunidades bacterianas. FEMS Microbiol. Ecol. 66, 3-13 (2008).
6 Lili, L. N., Britton, N. F. y Feil, E. J. La persistencia de plásmidos parásitos. Genetics 177, 399–405 (2007).
7 Bergstrom, C. T., Lipsitch, M. y Levin, B. R. Selección natural, transferencia infecciosa y condiciones de existencia de plásmidos bacterianos. Genetics 155, 1505-19 (2000).
8 Freter, R., Freter, R. R. y Brickner, H. Modelos experimentales y matemáticos de transferencia de plásmido de Escherichia coli in vitro e in vivo. Infectar. Immun. 39, 60-84 (1983).
9 Imran, M., Jones, D. y Smith, H. Biofilms y la cuestión del mantenimiento del plásmido. Matemáticas. Biosci. 193, 183–204 (2005).
10 Tazzyman, S. J. & Bonhoeffer, S. Probabilidad de fijación de elementos genéticos móviles como plásmidos. Theor. Popul. Biol. 90, 49–55 (2013).


Los plásmidos ayudan a las bacterias a sobrevivir al estrés

Los plásmidos contienen solo unos pocos genes, pero marcan una gran diferencia en la bacteria huésped. Los genes generalmente no son esenciales para la supervivencia diaria de la bacteria, sino que ayudan a la bacteria a superar situaciones estresantes ocasionales. Por ejemplo, muchos plásmidos contienen genes que, cuando se expresan, hacen que la bacteria huésped sea resistente a un antibiótico (por lo que no morirá cuando se trate con ese antibiótico). Otros plásmidos contienen genes que ayudan al huésped a digerir sustancias inusuales o a matar otros tipos de bacterias.


Plásmidos Col

Los plásmidos col confieren a las bacterias la capacidad de producir proteínas tóxicas conocidas como colicinas. Bacterias como E. coli, Shigella y Salmonella utilizan estas toxinas para matar otras bacterias y así prosperar en sus respectivos entornos.

Existen diferentes tipos de plásmidos Col que producen diferentes tipos de colicinas / colicinas. Algunos ejemplos de plásmidos Col incluyen Col B, Col E2 y E3. Sus diferencias también se caracterizan por diferencias en su modo de acción.

Por ejemplo, mientras que Col B causa daño a la membrana celular de otras bacterias (que carecen del plásmido), se ha demostrado que Col E3 induce la degradación de los ácidos nucleicos de las células diana.

Al igual que los plásmidos de fertilidad, se ha demostrado que algunos de los plásmidos Col contienen elementos que mejoran su transmisión de una célula a otra. Por lo tanto, a través de la conjugación o el proceso de apareamiento, particularmente para las células con el factor F (plásmidos de fertilidad), los plásmidos Col se pueden transferir de una célula (donante) a otra (receptora).

Como resultado, el receptor adquiere la capacidad de producir toxinas que matan o inhiben el crecimiento de las bacterias diana que carecen del plásmido.

* Las colicinas / colicinas pertenecen a un grupo de toxinas conocidas como bacteriocinas.

* Estas toxinas afectan a las bacterias diana al afectar procesos como la replicación del ADN, la traducción y el metabolismo energético, entre otros.


¿De dónde provienen los plásmidos? ¿Y por qué están ahí?

Recientemente hablamos sobre plásmidos en mi clase de biología y el primer pensamiento que me vino a la cabeza fue ¿por qué hay algo tan útil esperando a que una bacteria lo recoja? Quiero decir, en el contexto de todos los seres vivos, esto parece tener el menor sentido. En general, la naturaleza es aleatoria. Las mutaciones son aleatorias y, a veces, son útiles, pero la mayoría de las veces son perjudiciales. Entonces, ¿por qué habría algo tan beneficioso ahí fuera? Perdóname si tengo algo incorrecto, solo soy un estudiante de negocios, así que la biología no es exactamente mi fuerte.

Es probable que los plásmidos hayan evolucionado dentro de las bacterias, por separado del cromosoma bacteriano primario (la unidad principal de herencia dentro de las bacterias).

Los plásmidos portan genes. Por ejemplo, un gen que codifica la resistencia a los antibióticos. Como pueden transferirse entre bacterias (el cromosoma no puede), es más probable que las bacterias que contienen estos plásmidos sobrevivan para reproducirse y extender aún más el plásmido a través de un proceso llamado conjugación.

Es probable que los plásmidos no evolucionen de la misma forma que los demás, probablemente llegaron a existir a través de una serie de mutaciones aleatorias, que es el principio básico de la evolución, una acumulación lenta de mutaciones aleatorias que son beneficiosas para el huésped. El hecho de que la mayoría sean dañinos es la razón por la que este proceso es tan lento. (Eso y corrección de pruebas de ADN, etc., etc.).

Último año de licenciatura en Molecular Bio aquí. Las referencias y la verificación se pueden proporcionar a pedido.

Además, avíseme si necesita más aclaraciones, soy consciente de que no estaba redactado de manera sorprendente.

Los plásmidos silvestres ocurren naturalmente como minicromosomas y pueden portar genes que ayudan a sobrevivir a una población bacteriana. Vienen con orígenes de replicación y mecanismos de control del número de copias.

Los plásmidos biotecnológicos de los que se oye hablar en las clases universitarias de primer año son versiones diseñadas, a veces utilizando bloques de construcción de varios plásmidos salvajes diferentes. Comience con el origen de la replicación de uno, pegue la resistencia a los antibióticos de otro para poder seleccionar las bacterias que portan el plásmido, luego pegue un promotor y un terminador y toda la otra maquinaria necesaria para obtener un gen expresado (a menudo del cromosoma o virus / bacteriófago). Y finalmente, agregue un "sitio de clonación múltiple" completamente artificial o una serie de sitios de corte de enzimas de restricción útiles para que pueda empalmar su gen favorito.

Los plásmidos pueden ser "elementos de ADN quotselfish" junto con transposones y otras secuencias de ADN que parecen existir simplemente para replicar sus propias secuencias. El hecho de que los plásmidos bacterianos puedan portar genes de resistencia a los antibióticos también es egoísta si la célula huésped puede lidiar mejor con el medio ambiente, se harán más copias del plásmido. So in thinking about your question, look at the problem form the plasmid's point of view, not the cell's.

For instance, there is the postsegregational killing system (PSK) where a plasmid produces a poison that last a long time, and an antidote that lasts a short time. When a cell divides, if one daughter cell doesn't get the plasmid, the poison present in the cytoplasm will kill it. So the plasmid is killing any cells that don't carry it. You can read more about the PSK system on the R1 plasmid in E. coli on Wikipedia.

If you (or anyone reading this comment) is really interested in the origin of plasmids, you might check out Origin and Evolution of Plasmids by Clarence I. Kado (Antonie van Leeuwenhoek January 1998, Volume 73, Issue 1, pp 117-126) PDF available


Isolating DNA

The first step in making recombinant DNA is to isolate donor and vector DNA. General protocols for DNA isolation were available many decades before the advent of recombinant DNA technology. With the use of such methods, the bulk of DNA extracted from the donor will be nuclear genomic DNA in eukaryotes or the main genomic DNA in prokaryotes these types are generally the ones required for analysis. The procedure used for obtaining vector DNA depends on the nature of the vector. Bacterial plasmids are commonly used vectors, and these plasmids must be purified away from the bacterial genomic DNA. A protocol for extracting plasmid DNA by ultracentrifugation is summarized in Figure 12-2. Plasmid DNA forms a distinct band after ultracentrifugation in a cesium chloride density gradient containing ethidium bromide. The plasmid band is collected by punching a hole in the plastic centrifuge tube. Another protocol relies on the observation that, at a specific alkaline pH, bacterial genomic DNA denatures but plasmids do not. Subsequent neutralization precipitates the genomic DNA, but plasmids stay in solution. Phages such as λ also can be used as vectors for cloning DNA in bacterial systems. Phage DNA is isolated from a pure suspension of phages recovered from a phage lysate.

Figure 12-2

Plasmids such as those carrying genes for resistance to the antibiotic tetracycline (top left) can be separated from the bacterial chromosomal DNA. Because differential binding of ethidium bromide by the two DNA species makes the circular plasmid DNA (more. )


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During transformation, in genetic cloning using bacteria plasmids as vectors, do bacteria take in the new plasmid while their plasmid exits?

The bacteria used in cloning already have plasmids from my understanding. And when we insert a genetically altered plasmid, say for insulin production, and we instigate a transformation reaction the bacteria takes in the new plasmid. What happens to their old, original plasmid? It would be odd if they had two distinct plasmids, or at least I would guess it would be inefficient at producing insulin(in this case)

Why do you use wild type e.coli? I thought labs tended to just use mutants

Not all bacteria naturally contain plasmids. But I think you are more interested to know if bacteria can maintain multiple plasmids. La respuesta corta es sí. Multiple plasmids can be maintained as long as there is selective pressure and the origin of replication on two plasmids are compatible.

In a lab selective pressure is generated by design plasmids with antibiotic resistance genes in addition to gene of interest (such as the insulin example of yours). So when you transform both plasmids and grow the cells on a media containing two corresponding antibiotics, only bacteria with both plasmids can survive. In nature selective pressure can be more complex based on the competition and available food sources.

Origin of replication is also important because plasmids are replicated by a process known as rolling circle replication. if two origin of replication sites are too similar, replication might fail due to two plasmids fusing at origin of replication sites.


Ver el vídeo: Origin of Replication - Plasmids 101 (Agosto 2022).